Resistance profile to antimicrobial agents of Staphylococcus aureus and Enterococcus faecalis isolated in the Kyrgyz Republic

Cover Page


Cite item

Full Text

Open Access Open Access
Restricted Access Access granted
Restricted Access Subscription or Fee Access

Abstract

BACKGROUND: The dissemination of antibacterial-resistant microorganisms and resistance genes via food products represents a significant threat to global public health.

AIM: The study aimed to conduct epidemiological monitoring of antibiotic-resistant bacteria isolated from food products in the Kyrgyz Republic through the study of their phenotypic and genotypic susceptibility profiles.

METHODS: It was a cross-sectional observational study. Microorganism species identification was performed using MALDI-TOF mass spectrometry. Phenotypic susceptibility to 35 antimicrobial agents was assessed by minimum inhibitory concentration testing. Genes conferring resistance to antimicrobial agents were detected by whole-genome sequencing.

RESULTS: The study subjects were antibiotic-resistant strains of Staphylococcus aureus (n = 16) and Enterococcus faecalis (n = 36) isolated from ready-to-eat food products in the Kyrgyz Republic between 2020 and 2023. The findings indicate a predominance of antibiotic-resistant strains in dairy and meat products as well as in water. The isolates of each species were found to belong to 3 sequence types: S. aureus (ST5, ST15, ST45); E. faecalis (ST21, ST133, ST179). According to the obtained data, all S. aureus isolates carrying the β-lactam resistance gene blaZ were phenotypically resistant to this class of antibiotics. Despite phenotypic resistance to vancomycin, linezolid, and daptomycin observed in 25% of S. aureus isolates, no genetic markers of resistance to these reserve antibiotics were identified. E. faecalis isolates carrying the tetM gene were phenotypically resistant to tetracycline, with the overall proportion of tetracycline-resistant strains reaching 83.3%. A high proportion of E. faecalis carrying the macrolide resistance gene lsaA, accounting for 31.7%, corresponds to the data on the expected phenotypic resistance of this microorganism.

CONCLUSION: The studies conducted in the Kyrgyz Republic confirm the need for monitoring the spread of antimicrobial resistance in pathogens through the food chain.

Full Text

Обоснование

Список Всемирной организации здравоохранения (ВОЗ) приоритетных патогенов [1], представляющих наибольшую угрозу для здоровья человека, состоит из патогенных микроорганизмов группы ESKAPE — Enterococcus spp., Staphylococcus aureus, Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa и Enterobacter spp., а также возбудителей острых кишечных инфекций — Shigella spp. и Salmonella spp. [1, 2].

Согласно данным Европейского центра профилактики и контроля заболеваний (European Centre for Disease Prevention and Control, ECDC), третьей по значимости причиной вспышек пищевых отравлений в Европейском регионе является попадание в организм энтеротоксинов, секретируемых S. aureus [3, 4]. Синтез токсинов способствует формированию высокой его патогенности. Именно поэтому он представляет одну из ведущих угроз для здоровья человека [4, 5]. По этой причине S. aureus, устойчивый к мецитиллину и ванкомицину, включили в список патогенов высокого риска ВОЗ [1, 2].

Одним из важных санитарно-эпидемиологических показателей, наряду с колиморфными бактериям, является присутствие E. faecalis, показывающего микробиологическую чистоту сырья в пищевой отрасли1,2. Высокий уровень патогенности E. faecalis связан со способностью лёгкого переноса генов антибиотикорезистентности, локализованных на плазмидах [6]. В связи с этим E. faecalis, устойчивый к ванкомицину, добавили в список приоритетных патогенов ВОЗ [1].

S. aureus, являющийся возбудителем гнойного мастита у коров [7–9], и E. faecalis, типичный обитатель кишечника сельскохозяйственных животных [10], способны контаминировать мясную и молочную продукцию на раннем этапе пищевой цепи. При этом многостадийность производства продуктов питания не исключает риск контаминирования пищевой продукции бактериальными патогенами на каждом этапе изготовления продовольственных товаров [7–10].

Геномный мониторинг за устойчивыми к противомикробным препаратам (УПП) микроорганизмами, направленный на изучение генетического профиля резистентности патогенов, играет важную роль для эпидемиологических и эволюционных исследований. Молекулярно-генетическое изучение культур микроорганизмов позволяет не только оперативно отслеживать происхождение изолятов, ответственных за вспышки заболеваний, но и получить данные о распространённости изолятов бактерий с одинаковым генотипическим профилем устойчивости. Данный подход позволяет своевременно проводить противоэпидемические мероприятия [11].

Настоящее исследование посвящено изучению фенотипического и генотипического профилей устойчивости к противомикробным препаратам S. aureus и E. faecalis в регионах проведения геномного мониторинга для контроля важных санитарно-эпидемиологических показателей обсеменённости пищевой продукции. По нашим данным, такие исследования в Кыргызской Республике проводили впервые.

Цель

Проведение эпидемиологического мониторинга за антибиотикорезистентными бактериями, выделенными из пищевой продукции на территории Кыргызской Республики, посредством изучения их фенотипического и генотипического профилей чувствительности.

Методы

Дизайн исследования

Проведено наблюдательное одномоментное исследование.

Критерии соответствия

Критерии включения: культуры S. aureus и E. faecalis, выделенные из реализуемой пищевой продукции и проб воды на территории Кыргызской Республики в период с 2020 по 2023 год.

Условия проведения

Выделение и первичную идентификацию микроорганизмов проводили на базе Департамента профилактики заболеваний и государственного санитарно-эпидемиологического надзора Министерства Здравоохранения Кыргызской Республики (Бишкек, Кыргызская Республика). Окончательную видовую идентификацию микроорганизмов, определение профиля чувствительности к антибактериальным препаратам и выявление генетических детерминант резистентности осуществляли в Центральном научно-исследовательском институте эпидемиологии (Москва, Россия).

Выделение и идентификация микроорганизмов

Источниками выделения изолятов служили мясная, молочная, кондитерская, кулинарная продукция, продукция из мяса птицы и питьевая вода.

Выделение и первичную идентификацию микроорганизмов проводили классическим микробиологическим методом. Окончательную видовую идентификацию бактерий проводили методом матрично-активированной лазерной ионизации с времяпролётной масс-спектрометрией (MALDI-TOF MS) с применением системы Microflex® LT (Bruker Daltonics GmbH, Германия) и программного обеспечения MALDI Biotyper Compass® v.4.1.80 (Bruker Daltonics GmbH, Германия). Критерием надёжной видовой идентификации на с использованием MALDI-TOF MS было значение Score ≥2,0. Хранение изолятов бактерий осуществляли при температуре −70 °С в бульоне Мюллера–Хинтона с добавлением 10% глицерина.

Определение профиля чувствительности к антибактериальным препаратам

Профили чувствительности к противомикробным препаратам проводили методом микроразведений в бульоне Мюллера–Хинтона с определением минимальной подавляющей концентрации с помощью полуавтоматического бактериологического анализатора Sensititre® (TREK Diagnostics Systems, США) и Phoenix® M50 (Becton Dickinson, США). Инокуляцию изолятов микроорганизмов проводили c использованием 96-луночных микропланшетов с антибиотиками для грамположительных микроорганизмов GPALL1F и РMIC соответственно. Анализ результатов определения чувствительности изолятов микроорганизмов, выделенных из пищевых продуктов и продовольственного сырья, в отношении противомикробных препаратов на бактериологическом анализаторе Sensititre® (TREK Diagnostics Systems, США) проводили с помощью программного обеспечения SWIN® (Thermo Fisher Scientific Inc., США) до категории согласно стандарту интерпретации Европейского комитета по тестированию на чувствительность к противомикробным препаратам (EUCAST версии 10.0–13.0, 2020–2023 гг. соответственно). Контроль качества определения чувствительности выполняли на культурах S. aureus ATCC43300 и ATCC29213.

Генетические детерминанты резистентности

Генетические детерминанты резистентности определяли методом полногеномного секвенирования у культур с множественной лекарственной устойчивостью (МЛУ). Экстракцию ДНК выполняли с использованием набора реагентов «РИБО-преп» (ФБУН «ЦНИИ эпидемиологии», Москва). Приготовление образцов ДНК для дальнейшего секвенирования осуществляли с использованием наборов Illumina Nextera® DNA Library Prep Kit и Illumina Nextera® Index Kit (Illumina Inc., США). Секвенирование в 2020 году проводили на приборе Illumina Hiseq® 1500 (Illumina Inc., США), в 2021–2023 гг. — Illumina NextSeq® 2000 (Illumina Inc., США).

Сборки геномов на основе коротких прочтений получены с помощью программы SPAdes® версии 3.15.2 (Институт биоинформатики, Россия) [12] с параметрами по умолчанию. Оценку качества сборки, проверку организмов и начальную аннотацию выполняли с использованием программного комплекса, описанного ранее [13]. Определены гены устойчивости к антибиотикам in silico при помощи базы данных Resfinder 4.5.03 с параметрами по умолчанию и проведено типирование изолятов микроорганизмов с использованием схемы мультилокусного типирования (Multilocus Sequence Typing, MLST) последовательностей с помощью веб-сайта Pasteur MLST4.

Этическая экспертиза

Неприменимо.

Статистический анализ

Статистическую обработку результатов исследований проводили методом дисперсионного анализа c использованием программы Microsoft Excel® 2010 (Microsoft, США) при помощи вычисления среднего арифметического (M) и стандартной ошибки среднего арифметического (m).

Результаты

Объекты исследования

Всего за период с 2020 по 2023 год на территории Кыргызской Республики из пищевой продукции выделено 514 изолятов микроорганизмов, из них:

  • S. aureus —16 (3,1±0,01%);
  • E. faecalis — 36 (7,0±0,02%).

На территории Кыргызской Республики изоляты S. aureus выделены из следующей пищевой продукции:

  • кулинарная мясосодержащая продукция (n=9 ),
  • молокосодержащие кондитерские изделия (n=3 );
  • молочная продукция (n=3 );
  • птицепродукция (n=1).

На территории Кыргызской Республики наиболее контаминированной бактериями E. faecalis была кулинарная продукция (n=18). Также изоляты выделены из молочной продукции (n=6) и питьевой воды (n=12).

Основные результаты исследования

Staphylococcus aureus

Анализ профиля фенотипической резистентности изученных культур, представленный на рис. 1, показал, что наибольшая резистентность S. aureus отмечена к β-лактамным антибиотикам — 81,3±1,93% (n=13). Доля устойчивых к макролидам и хлорамфениколу изолятов S. aureus составила по 31,3±2,72% (n=5), к рифампицину и даптомицину — по 25,0±2,37% (n=4), к линезолидам и ванкомицину — по 18,8±1,93% (n=3), к фторхинолонам, аминогликозидам, ко-тримаксозолу и тетрациклину — по 6,3±0,74% (n=1).

 

Рис. 1. Фенотипический профиль антибиотикорезистентности пищевых изолятов S. aureus, выделенных на территории Кыргызской Республики в 2020–2023 гг.

 

Устойчивость к трём и более группам антибиотиков отмечена у 25,0±2,37% (4 изолята из 16) исследованных культур. В табл. 1 отражён генетический профиль резистентности к противомикробным препаратам, полученный для изолятов S. aureus с МЛУ в результате полногеномного секвенирования.

 

Таблица 1. Профиль антибиотикорезистентности S. aureus, выделенных на территории Кыргызской Республики

 

Соглано полученным результатам мультилокусного типирования, изоляты S. aureus (n=4) разделились на 3 сиквенс-типа: ST5 (n=1), ST15 (n=2) и ST45 (n=1). Комплексное изучение фенотипической и генотипической резистентности показало, что у ST5-изолята (Crie-F1187) резистентность к тетрациклинам и хлорамфениколам обусловлена наличием генов tetM и fexA соответственно. Изолят Crie-F1204 (ST45), помимо гена устойчивости к β-лактамам (blaZ), содержал гены устойчивости к тетрациклинам (tetK) и макролидам (ermB). Культуры Crie-F1982 и Crie-F1984 (ST15) имели одинаковую фенотипическую резистентность, а также общий для обоих изолятов ген устойчивости к β-лактамам (blaZ).

Enterococcus faecalis

Анализ результатов изучения фенотипической устойчивости показал, что все культуры E. faecalis имели резистентность хотя бы к одному антибиотику. Наибольшая устойчивость E. faecalis отмечена к тетрациклинам — 83,3±0,74% (n=30) (рис. 2). Доля резистентных изолятов E. faecalis к препарату резерва линезолиду составляла 18,2±0,87% (n=6), к пенициллинам и ванкомицину — по 13,9±0,64% (n=5), к фторхинолонам — 5,6±0,28% (n=2). Доля устойчивых E. faecalis к аминогликозидам высокой нагрузки — гентамицину 500 и стрептомицину 1000, — составляла по 45,5±1,45 (n=15) и 9,1±0,48% (n=3) соответственно.

 

Рис. 2. Фенотипический профиль антибиотикорезистентности пищевых изолятов E. faecalis, выделенных на территории Кыргызской Республики в 2020–2023 гг.

 

Генетический профиль резистентности к противомикробным препаратам, полученный для изолятов E. faecalis с МЛУ (41,7±1,3%; n=15) в результате полногеномного секвенирования отражён в табл. 2.

 

Таблица 2. Профиль резистентности к антимикробным препаратам E. faecalis, выделенных на территории Кыргызской Республики

 

По данным мультилокусного типирования in silico, мультирезистентные изоляты E. faecalis (n=15) разделились 3 сиквенс-типа — ST21 (n=5), ST179 (n=3) и ST133 (n=5).

Анализ генетического профиля резистентности выявил наличие гена устойчивости к макролидам (lsaA) у 86,7±1,57% изученных E. faecalis (n=13). Генетический маркёр устойчивости к тетрациклинам (tetM) выявили у 60±3,26% культур (n=9). Доля микроорганизмов, содержащих гены устойчивости к аминогликозидам (aac(6’)-aph(2’’), ant(6)-Ia, aph(3’)-III, aadA5, aph(3’)-Ia), составила 33,3±3,02% (n=5), к β-лактамам (blaTEM-1B, blaACT-14) и макролидам (ermB) — по 20±2,17% (n=3), к триметоприму (dfrA17) и сульфониламиду (sul1, sul2) — по 13,3±1,57% (n=2), к фениколам (cat, floR) и линкозамидам (fosA) — по 6,7±0,85% (n=1).

При изучении фенотипической и генотипической резистентности установлено, что наличие детерминант резистентности обусловливало проявление фенотипической устойчивости к антибиотикам у большинства изолятов. Ген устойчивости к β-лактамам (blaACT-14) выялен у изолятов Crie-F1609 и Crie-F1626. В геноме последнего также обнаружены гены устойчивости к фениколам (cat, floR) и ген aph(3’)-Ia, отвечающий за устойчивость к аминогликозидам.

Обсуждение

Золотистый стафилококк — широко распространённый патоген, являющийся возбудителем как нозокомиальных инфекций человека, так и зоонозных инфекций сельскохозяйственных животных, в том числе крупного рогатого скота. Инфицирование S. aureus приводит к развитию опасных заболеваний, включая эндокардит, менингит, мастит, пищевые токсикоинфекций, а также различные локализованные и системные инфекции [3, 4].

В свою очередь, устойчивость E. faecalis к неблагоприятным условиям окружающей среды обусловливает его способность к жизнедеятельности в продукции, оборудовании пищевой промышленности и воде. Кроме того, он может являться причиной возникновения таких инфекций, как эндокардит, инфекции мочевыводящих путей, простатит и бактериемия [6].

По данным научных исследований, ключевую роль в развитии антибиотикорезистентности бактерий играет животноводство [14]. Так, использование антибиотиков не только для подавления инфекций, но и для стимуляции роста [15], приводит к тому, что объёмы их применения в сельском хозяйстве и животноводстве значительно превышают показатели потребления в медицине [14]. Распространение и формирование УПП изолятов сопровождается снижением эффективности антибиотикотерапии при лечении инфекционных заболеваний в клинической практике. Именно поэтому особую обеспокоенность вызывают метицилин-резистентный S. aureus (MRSA) и E. faecalis, демонстрирующий устойчивость к широкому спектру антибиотиков, включая ванкомицин.

По данные литературы, наблюдают широкое распространение золотистого стафилококка в пищевой продукции как в мире [16–18], так и на территории стран, сопредельных с Кыргызской Республикой, входящих в регион Восточной Европы, Закавказья и Центральной Азии (ВЕЗЦА) [16, 18, 19]. В настоящем исследовании доля S. aureus, выделенных на территории Кыргызской Республики в 2020–2023 гг., составляет 3,1% общего числа выделенных из пищевой продукции микроорганизмов, что значительно меньше, чем в аналогичных исследованиях, проведённых в других странах и регионах. Так, среди стран ВЕЗЦА частота встречаемости S. aureus в продуктах питания составляет 33% в Российской Федерации [16] и 1,4% в Республике Таджикистан [19]. В США общая доля S. aureus в пищевой продукции составила 16,4% [20], в то время как в продуктах из говядины — 65% [21]. В странах Африканского континента общий уровень обсеменённости пищевой продукции золотистым стафилококком составил 24,5%, при это для говядины данный показатель достигал 33% [22]. Согласно сведениям из Китая, уровень контаминации пищевой продукции культурами S. aureus достигал 50% в зависимости от провинции [23–25]. По данным литературы, распространённость золотистого стафилококка в мясо-молочной и птицепродукции в различных регионах мира, а также на территории стран ВЕЗЦА составляла около 77% [5, 17–19], что согласуется с результатами настоящего исследования: доля продукции, контаминированной изолятами S. aureus, составила 75%.

При анализе профилей резистентности S. aureus к антибиотикам мы выявили высокую резистентность к β-лактамам — 81,3%, что коррелирует с другими научными данными. Вероятно, она обусловлена механизмами продукции пенициллиназы, кодируемой геном blaZ [26]. При проведении полногеномного секвенирования мы обнаружили данный ген у фенотипически резистентных к β-лактамам S. aureus. По данным литературы, фенотипическая устойчивость к макролидам и хлорамфениколу в Европейском регионе, США, Китае и России варьировала от 20 до 60% [16–30]. В свою очередь, в настоящем исследовании доля резистентных S. aureus к макролидам и хлорамфениколу составила по 31,3%. В частности, устойчивость к хлорамфениколу одного из изолятов обусловлена присутствием гена fexA. Сходные с результатами нашего исследования данные, отражающие низкий уровень резистентности к тетрациклину (до 20%), аминогликозидам (19,5%), фторхинолонам (17%) и ко-тримаксозолу (10%), получены в Китае, США, России, Африканских и Европейских странах [16–30].

Доля фенотипически устойчивых изолятов S. aureus к препаратам резерва, согласно данным исследований, выполненных в США [20, 21, 29], Странах Африки [22, 28], Европе [30], Китае [23–27] и странах ВЕЗЦА [16–21], не превышает 10%. В свою очередь, частота встречаемости резистентных культур золотистого стафилококка к линезолиду, ванкомицину и даптомицину, выделенных на территории Кыргызской Республики, достигала 25%. Однако мы не выявили генетические маркёры, свидетельствующие о резистентности к указанным препаратам резерва.

Мультилокусное типирование изолятов S. aureus показало следующее распределение: выделенные из мясосодержащей кулинарной продукции микроорганизмы отнесены к сиквенс-типу ST15; из молочной продукции — ST5 и ST15; из кондитерских изделий — ST45. Анализ данных литературы о распространённости сиквенс-типов показал, что ST15 выявляли при исследовании туш сельскохозяйственных животных и мясо-молочной продукции в регионах Средней Азии [18], Китае [23, 27, 31, 33, 34] и в России [16]. В свою очередь, изоляты S. aureus, принадлежащие к ST45, наиболее часто выделяли из инфекционных очагов среди свиней и крупного рогатого скота, а также в мясо-молочной продукции на их основе [31]. Кроме того, данный сиквенс-тип распространён в США [33], в регионах Азии [23, 27, 31, 33, 34] и Арабских странах [28]. D.V. Lowder и соавт. [35] изучали эволюционное происхождение изолятов золотистого стафилококка и установили, что его штаммы генетической линии ST5 переданы от человека к домашней птице в 1990-х годах в Восточной Европе. Кроме того, авторы полагают, что приобретение генов вирулентности, плазмид и острова патогенности, а также утрата функций нескольких генов, участвующих в патогенезе заболеваний человека, позволили S. aureus адаптироваться к новому хозяину и распространиться во всём мире за счёт коммерческой реализации племенных цыплят [35].

Энтерококки играют ключевую роль в производстве кисломолочных продуктов и составляют до 20% бактерий, выделенных из этой категории продукции [36, 37]. По данным литературы, среди питьевой воды и продуктов питания доля образцов, контаминированных E. faecalis, не превышает 5% [38, 39]. В настоящем исследовании доля контаминированной E. faecalis продукции составила 7%. Выявленные в питьевой воде изоляты E. faecalis (33,3%) могут указывать на недостаточное соблюдение мер по предподготовке и очистке воды либо на нарушение санитарных норм на производстве [37, 40, 41].

Анализ данных литературы показал высокое распространение устойчивости к антибиотикам среди изолятов E. faecalis. Согласно EUCAST, ожидаемый фенотип резистентности у E. faecalis наблюдают к цефалоспоринам, макролидам, сульфаниламидам, клиндамицину и некоторым другим антибиотикам, в том числе к аминогликозидам [40]. Исследования, направленные на изучение фенотипической резистентности фекального энтерококка, свидетельствуют о выявлении высокой доли устойчивых к тетрациклину микроорганизмов, достигающей 87% [41–47]. По результатам нашего исследования, доля устойчивых к тетрациклину пищевых изолятов E. faecalis составила 83,3%, тогда как к тигециклину — 18,8%. Кроме того, все изоляты энтерококка, несущие ген tetM, обладали устойчивостью к тетрациклину. По данным литературы, резистентность E. faecalis к нитрофурантоину, линезолиду, ванкомицину, фторхинолонам и пенициллинам не превышала 20% [41–47], что полностью согласуется с нашими результатами. Высокая доля E. faecalis, содержащих ген резистентности к макролидам lsaA (31,7%), соотносится с данными об ожидаемой устойчивости этого микроорганизма [40].

Использование аминогликозидов для лечения инфекций, вызванных E. faecalis, ограниченно при монотерапии из-за наличия механизмов, формирующих резистентность в отношении этой группы антибиотиков. Применение аминогликозидов высокой нагрузки (гентамицин 500, стрептомицин 1000) в диагностике позволяет выявить у E. faecalis наличие модифицирующих аминогликозиды ферментов, препятствующих положительному результату подавления роста при использовании этой группы антибиотиков в синергии с пенициллинами или гликопептидами [40]. Результаты нашего исследования демонстрируют, что 45,5% изолятов E. faecalis устойчивы к гентамицину 500, а 9,1% — к стрептомицину 1000. Данный факт ассоциирован с присутствием генетически обусловленных аминогликозид-модифицирующих ферментов — трансфераз (aad, aac, ant, aph).

Результаты мультилокусного типирования демонстрируют, что E. faecalis, выделенные из частей туш животных, отнесены к сиквенс-типу ST179; из колбасных изделий — к ST21; из молочной продукции — к ST179 и ST133; из воды — к ST133. По данным литературы, сиквенс-тип ST179 входит в широко распространённый клональный комплекс CC16 [48] и выделяется преимущественно от пациентов с инфекциями мочевыводящих путей [49]. Изоляты E. faecalis СС16 распространены во всём мире, в то время как сообщения о регистрации ST179 появляются в основном в Китае [45], России [49] и США [48]. Среди сиквенс-типов E. faecalis, ST21-изоляты выделяли преимущественно из клинического материала, реже — из воды, туш сельскохозяйственных животных и пищевых продуктов на их основе [47]. Кроме того, отмечают его широкое распространение в странах Африканского континента [39], в США [47] и России [49]. В литературе представлены работы, свидетельствующие о присутствии E. faecalis сиквенс-типа ST133 в кишечнике здоровых людей [50] и сельскохозяйственных животных, а также в поверхностных водах стран Европейского союза [51] и США [47]. Эти данные указывают на возможность фекального загрязнения водных ресурсов при недостаточной степени очистки сточных вод.

Заключение

Отсутствие данных по распространённости УПП S. aureus и E. faecalis, входящих в список приоритетных патогенов ВОЗ, на территории Кыргызской Республики подчёркивает актуальность проведения мониторинговых исследований в сфере пищевой промышленности как одного из возможных путей распространения инфекционных агентов и антибиотикорезистентности.

Ограничение применения в животноводстве препаратов, используемых для лечения инфекций у человека, может способствовать сохранению эффективности антибиотиков, применяемых в медицине, в том числе против возбудителей зоонозных и пищевых инфекций. Обеспечение надлежащих условий содержания животных на фермах, соблюдение санитарных норм, усиление контроля на предприятиях пищевой промышленности, профилактика контаминации продукции, а также внедрение эффективных мер по предотвращению попадания бактериальных патогенов в пищевую цепочку позволят снизить риски возникновения вспышек инфекций, в том числе вызываемых S. aureus и E. faecalis.

Дополнительная информация

Вклад авторов. И.Б. Королёва, Н.Г. Куликова — исследования фенотипической чувствительности изолятов, анализ и интерпретация результатов, написание текста рукописи; Л.А. Битюмина — исследования фенотипической чувствительности изолятов; Ю.В. Михайлова, А.А. Шеланкова, А.Е. Карпенко, Д.К. Кондратьева — проведение, анализ и интерпретация результатов полногеномного секвенирования; Г.Э. Аманкулова, А.Б. Джумаканова — выделение и первичная идентификация культур; И.Н. Мазенюк — редактирование текста рукописи, общее научное руководство, научное редактирование рукописи; В.Г. Акимкин — общее научное руководство, научное редактирование рукописи. Все авторы одобрили рукопись (версию для публикации), а также согласились нести ответственность за все аспекты работы, гарантируя надлежащее рассмотрение и решение вопросов, связанных с точностью и добросовестностью любой её части.

Этическая экспертиза. Неприменимо.

Источник финансирования. Работа выполнена в рамках реализации распоряжений Правительства Российской Федерации № 3116-р от 21 декабря 2019 г. и № 1530-р от 10 июня 2023 г. Исследование выполнено с использованием оборудования центра коллективного пользования «Биобезопасность и новые технологии» (ФБУН ЦНИИ Эпидемиологии Роспотребнадзора).

Раскрытие интересов. Авторы заявляют об отсутствии отношений, деятельности и интересов за последние три года, связанных с третьими лицами (коммерческими и некоммерческими), интересы которых могут быть затронуты содержанием статьи.

Оригинальность. При создании настоящей работы использованы фрагменты собственного текста, опубликованного ранее (DOI: 10.3390/antibiotics9050261), распространяется на условиях лицензии CC-BY 4.0.

Доступ к данным. Редакционная политика в отношении совместного использования данных к настоящей работе не применима.

Генеративный искусственный интеллект. При создании настоящей статьи технологии генеративного искусственного интеллекта не использовали.

Рассмотрение и рецензирование. Настоящая работа подана в журнал в инициативном порядке и рассмотрена по обычной процедуре. В рецензировании участвовали внешний рецензент и член редакционной коллегии журнала.

Additional information

Author contributions: I. B. Koroleva, N. G. Kulikova: phenotypic susceptibility testing of isolates, formal analysis, writing—original draft; L. A. Bityumina: phenotypic susceptibility testing of isolates; Y. V. Mikhailova, A. A. Shelenkov, A. E. Karpenko, D. K. Kondrateva: conducting, analyzing, and interpreting WGS data; G. E. Amankulova and A. B. Dzhumakanova: isolation and primary identification of cultures; I. N. Manzeniuk: writing—review & editing; I. N. Manzeniuk and V. G. Akimkin: project administration, writing—review & editing. All the authors approved the version of the manuscript to be published and agreed to be accountable for all aspects of the work, ensuring that questions related to the accuracy or integrity of any part of the work are appropriately investigated and resolved.

Ethics approval: Not applicable.

Funding sources: This work was performed according to Directives of the Government of the Russian Federation No. 3116-r dated December 21, 2019, and No. 1530-r dated June 10, 2023. This study was conducted using the facilities of the Shared Research Center “Biosafety and New Technologies” (Federal Budgetary Institute of Science Central Research Institute of Epidemiology of the Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Wellbeing (Rospotrebnadzor)).

Disclosure of interests: The authors have no relationships, activities, or interests for the last three years related to for-profit or not-for-profit third parties whose interests may be affected by the content of the article.

Statement of originality: This manuscript incorporates excerpts of the authors’ previously published work (DOI: 10.3390/antibiotics9050261), distributed under the terms of the CC-BY 4.0 license.

Data availability statement: The editorial policy regarding data sharing does not apply to this work.

Generative AI: No generative artificial intelligence technologies were used to prepare this article.

Provenance and peer-review: This paper was submitted unsolicited and reviewed following the standard procedure. The peer review process involved an external reviewer and a member of the journal’s editorial board.

 

1 Постановление Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 7 апреля 2009 г. № 20 «Об утверждении санитарных правил и норм СанПиН 2.1.4.1074-01 «Питьевая вода. Гигиенические требования к качеству воды централизованных систем питьевого водоснабжения. Контроль качества. Гигиенические требования к обеспечению безопасности систем горячего водоснабжения» Режим доступа: https://files.stroyinf.ru/Data1/9/9742/#i117650 Дата обращения: 21.06.2024.

2 Постановление Главного государственного санитарного врача Российской Федерации от 15 марта 2002 г. «Об утверждении санитарных правил и норм СанПиН 2.1.4.1116-02 «Питьевая вода. Гигиенические требования к качеству воды, расфасованной в ёмкости. Контроль качества» Режим доступа: https://files.stroyinf.ru/Data1/41/41662/index.htm Дата обращения: 21.06.2024.

3 ResFinder 4.5.0 [Internet]. Denmark: Center for Genomic Epidemiology; 2010–2024. Режим доступа: https://genepi.dk/resfinder Дата обращения: 21.06.2024.

4 Pasteur MLST [Internet]. France: Institute Pasteur; 2021–2024. Режим доступа: https://bigsdb.pasteur.fr/ Дата обращения: 03.05.2024.

×

About the authors

Irina B. Koroleva

Central Research Institute of Epidemiology

Author for correspondence.
Email: martiusheva@cmd.su
ORCID iD: 0000-0002-9397-9646
SPIN-code: 5463-6656
Russian Federation, 3A Novogireevskay st, Moscow, 111123

Nina G. Kulikova

Central Research Institute of Epidemiology

Email: kulikova_ng@cmd.su
ORCID iD: 0000-0002-1716-6969
SPIN-code: 8876-0698

Cand. Sci. (Biology)

Russian Federation, Moscow

Lyutsiya A. Bityumina

Central Research Institute of Epidemiology

Email: bitumina@cmd.su
ORCID iD: 0000-0002-5378-0827
SPIN-code: 2311-2279
Russian Federation, Moscow

Yulia V. Mikhailova

Central Research Institute of Epidemiology

Email: mihailova@cmd.su
ORCID iD: 0000-0002-5646-538X
SPIN-code: 4271-1072

Cand. Sci. (Biology)

Russian Federation, Moscow

Andrey A. Shelenkov

Central Research Institute of Epidemiology

Email: shelenkov@cmd.su
ORCID iD: 0000-0002-7409-077X
SPIN-code: 6710-7264

Cand. Sci. (Physics and Mathematics)

Russian Federation, Moscow

Anna E. Karpenko

Central Research Institute of Epidemiology

Email: a.egorova@cmd.su
ORCID iD: 0000-0003-0486-1353
SPIN-code: 6350-1373
Russian Federation, Moscow

Daria K. Kondrateva

Central Research Institute of Epidemiology

Email: kondrateva@cmd.su
ORCID iD: 0009-0009-6693-3990
SPIN-code: 4634-9319
Russian Federation, Moscow

Gulnara E. Amankulova

Department of Disease Prevention and State Sanitary and Epidemiological Surveillance

Email: amankulova_63@mail.ru
ORCID iD: 0009-0000-0256-3913
Kyrgyzstan, Bishkek

Aigul B. Dzhumakanova

Department of Disease Prevention and State Sanitary and Epidemiological Surveillance

Email: aigul.dzumakanova.dgsn@mail.ru
ORCID iD: 0009-0005-9065-6744
Kyrgyzstan, Bishkek

Igor N. Manzeniuk

Central Research Institute of Epidemiology

Email: manzeniuk@cmd.su
ORCID iD: 0000-0002-1146-1430
SPIN-code: 5013-6441

MD, Cand. Sci. (Medicine)

Russian Federation, Moscow

Vasiliy G. Akimkin

Central Research Institute of Epidemiology

Email: vgakimkin@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0003-4228-9044
SPIN-code: 4038-7455

MD, Dr. Sci. (Medicine), Professor, academician of the Russian Academy of Sciences

Russian Federation, Moscow

References

  1. World Health Organization. WHO Bacterial Priority Pathogenes List, 2024: Bacterial Pathogens of Public Health Importance to Guide Research, Development and Strategies to Prevent and Control Antimicrobial Resistance [Internet]. Geneva: World Health Organization; 2024 [cited 2024 Jul 21]. ISBN: 978-92-4-009346-1 Available from: https://iris.who.int/bitstream/handle/10665/376776/9789240093461-eng.pdf
  2. Govindaraj Vaithinathan A, Vanitha A. WHO Global Priority Pathogens List on Antibiotic Resistance: An Urgent Need for Action to Integrate One Health Data. Perspect Public Health. 2018;138(2):87–88. doi: 10.1177/1757913917743881
  3. European Food Safety Authority, European Centre for Disease Prevention and Control. The European Union One Health 2022 Zoonoses Report. EFSA Journal. 2023;21(12):e8442. doi: 10.2903/j.efsa.2023.8442
  4. Spoor LE, McAdam PR, Weinert LA, et al. Livestock Origin for a Human Pandemic Clone of Community-Associated Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus. mBio. 2013;4(4). doi: 10.1128/mBio.00356-13 EDN: YEFPFB
  5. Chen H, Zhang J, He Y, et al. Exploring the Role of Staphylococcus aureus in Inflammatory Diseases. Toxins. 2022;14(7):464. doi: 10.3390/toxins14070464 EDN: KRTLSL
  6. Golob M, Pate M, Kušar D, et al. Antimicrobial Resistance and Virulence Genes in Enterococcus faecium and Enterococcus faecalis from Humans and Retail Red Meat. Biomed Res Int. 2019;2019:2815279. doi: 10.1155/2019/2815279
  7. Dendani Chadi Z, Dib L, Zeroual F, Benakhla A. Usefulness of Molecular Typing Methods for Epidemiological and Evolutionary Studies of Staphylococcus aureus Isolated From Bovine Intramammary Infections. Saudi Journal of Biological Sciences. 2022;29(8):103338. doi: 10.1016/j.sjbs.2022.103338 EDN: ZCFXNY
  8. Dendani Chadi Z, Arcangioli MA. Pulsed-Field Gel Electrophoresis Analysis of Bovine Associated Staphylococcus aureus: A Review. Pathogens. 2023;12(7):966. doi: 10.3390/pathogens12070966 EDN: PERGQD
  9. Strommenger B, Layer F, Werner G. Staphylococcus aureus and Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus in Workers in the Food Industry. In: Fetsch A. Staphylococcus aureus. Academic Press; 2018. P. 163–188. ISBN: 978-0-12-809671-0 doi: 10.1016/B978-0-12-809671-0.00009-7
  10. Fiore E, Van Tyne D, Gilmore MS. Pathogenicity of Enterococci. Microbiology Spectrum. 2019;7(4). doi: 10.1128/microbiolspec.GPP3-0053-2018
  11. Jolley KA, Bray JE, Maiden MCJ. Open-access Bacterial Population Genomics: BIGSdb Software, the PubMLST.org Website and Their Applications. Wellcome Open Research. 2018;3:124. doi: 10.12688/wellcomeopenres.14826.1
  12. Bankevich A, Nurk S, Antipov D, et al. SPAdes: A New Genome Assembly Algorithm and Its Applications to Single-Cell Sequencing. Journal of Computational Biology. 2012;19(5):455–477. doi: 10.1089/cmb.2012.0021 EDN: PDOPXT
  13. Shelenkov A, Mikhaylova Y, Yanushevich Y, et al. Molecular Typing, Characterization of Antimicrobial Resistance, Virulence Profiling and Analysis of Whole-Genome Sequence of Clinical Klebsiella pneumoniae Isolates. Antibiotics. 2020;9(5):261. doi: 10.3390/antibiotics9050261 EDN: MVCPAP
  14. Murlenkov NV. Problems and Factors of Development of Antibiotic Resistance in Agriculture. Biologija v sel’skom hozjajstve. 2019;(4):11–14. EDN: JNLYWI
  15. Mak PHW, Rehman MA, Kiarie EG, et al. Production Systems and Important Antimicrobial Resistant-Pathogenic Bacteria in Poultry: A Review. Journal of Animal Science and Biotechnology. 2022;13(1):1–20. doi: 10.1186/s40104-022-00786-0 EDN: IVPZXZ
  16. Kuzminsky II, Stepanova EA, Zhashko NV, Radyush IS. Resistance of Microorganisms Isolated From Endometritis in Cows to the Antimicrobial Drugs Used. In: Proceedings of the International Scientific and Practical Conference dedicated to the 95th anniversary of the Department of Obstetrics, Gynecology and Biotechnology of Animal Reproduction and the 45th anniversary of the veterinary and scientific and practical activities of Professor R.G. Kuzmich “Problems of Animal Reproductive Health and Ways to Solve Them”. Vitebsk: Vitebsk State Akademy or Veterinary Medicine; 2022. P. 48–51. EDN: PLYZDK
  17. Mekhloufi OA, Chieffi D, Hammoudi A, et al. Prevalence, Enterotoxigenic Potential and Antimicrobial Resistance of Staphylococcus aureus and Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus (MRSA) Isolated from Algerian Ready to Eat Foods. Toxins. 2021;13(12):835. doi: 10.3390/toxins13120835 EDN: WQWNDT
  18. Kulikova NG, Chernyshkov AV, Mikhaylova YV, et al. Antimicrobial Resistance of Staphylococcus aureus Isolates Isolated From Food Products in the Territory of the Republic of Kazakhstan. Infectious Diseases. 2024;22(1):91–99. doi: 10.20953/1729-9225-2024-1-91-99 EDN: MJETCL
  19. Kayumova MU, Ruziev MM, Kulikova NG, et al. Antibiotic Resistance of Foodborne Microorganisms Isolated in the Republic of Tajikistan. Public Health and Life Environment — PH&LE. 2024;32(4):45–50. doi: 10.35627/2219-5238/2023-32-4-45-50 EDN: ROFEEI
  20. Hanson BM, Dressler AE, Harper AL, et al. Prevalence of Staphylococcus aureus and Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus (MRSA) on Retail Meat in Iowa. Journal of Infection and Public Health. 2011;4(4):169–174. doi: 10.1016/j.jiph.2011.06.001
  21. Abdalrahman L, Wells H, Fakhr M. Staphylococcus aureus is More Prevalent in Retail Beef Livers than in Pork and other Beef Cuts. Pathogens. 2015;4(2):182–198. doi: 10.3390/pathogens4020182
  22. Thwala T, Madoroba E, Basson A, Butaye P. Prevalence and Characteristics of Staphylococcus aureus Associated with Meat and Meat Products in African Countries: A Review. Antibiotics. 2021;10(9):1108. doi: 10.3390/antibiotics10091108 EDN: CKZCYE
  23. Wu S, Huang J, Wu Q, et al. Staphylococcus aureus Isolated From Retail Meat and Meat Products in China: Incidence, Antibiotic Resistance and Genetic Diversity. Frontiers in Microbiology. 2018;9:2767. doi: 10.3389/fmicb.2018.02767
  24. Lv G, Jiang R, Zhang H, et al. Molecular Characteristics of Staphylococcus aureus From Food Samples and Food Poisoning Outbreaks in Shijiazhuang, China. Frontiers in Microbiology. 2021;12:652276. doi: 10.3389/fmicb.2021.652276 EDN: GNVMOC
  25. Ning K, Zhou R, Li M. Antimicrobial Resistance and Molecular Typing of Staphylococcus aureus Isolates From Raw Milk in Hunan Province. PeerJ. 2023;11:e15847. doi: 10.7717/peerj.15847 EDN: SLTENO
  26. Katayama Y, Zhang HZ, Hong D, Chambers HF. Jumping the Barrier to Beta-Lactam Resistance in Staphylococcus aureus. J Bacteriol. 2003;185(18):5465–5472. doi: 10.1128/JB.185.18.5465-5472.2003
  27. Guo YH, He ZL, Ji QL, et al.. Population Structure of Food-Borne Staphylococcus aureus in China. Zhonghua Liu Xing Bing Xue Za Zhi. 2023;44(6):982–989. doi: 10.3760/cma.j.cn112338-20221206-01043
  28. Sadat A, Shata RR, Farag AMM, et al. Prevalence and Characterization of PVL-Positive Staphylococcus aureus Isolated from Raw Cow’s Milk. Toxins. 2022;14(2):97. doi: 10.3390/toxins14020097 EDN: ESJZTN
  29. Beier R, Andrews K, Hume M, et al. Disinfectant and Antimicrobial Susceptibility Studies of Staphylococcus aureus Strains and ST398-MRSA and ST5-MRSA Strains from Swine Mandibular Lymph Node Tissue, Commercial Pork Sausage Meat and Swine Feces. Microorganisms. 2021;9(11):2401. doi: 10.3390/microorganisms9112401 EDN: RCYSHF
  30. Park S, Ronholm J. Staphylococcus aureus in Agriculture: Lessons in Evolution from a Multispecies Pathogen. Clinical Microbiology Reviews. 2021;34(2). doi: 10.1128/cmr.00182-20 EDN: WFZAFI
  31. Pérez-Boto D, D’Arrigo M, García-Lafuente A, et al. Staphylococcus aureus in the Processing Environment of Cured Meat Products. Foods. 2023;12(11):2161. doi: 10.3390/foods12112161 EDN: KXNQQA
  32. Naorem RS, Goswami G, Gyorgy S, Fekete C. Comparative analysis of prophages carried by human and animal-associated Staphylococcus aureus strains spreading across the European regions. Scientific Reports. 2021;11(1):18994. doi: 10.1038/s41598-021-98432-8 EDN: WWZMQX
  33. Wang H, Shen J, Zhu C, et al. Antibiotics Resistance and Virulence of Staphylococcus aureus Isolates Isolated from Raw Milk from Handmade Dairy Retail Stores in Hefei City, China. Foods. 2022;11(15):2185. doi: 10.3390/foods11152185 EDN: MTESAK
  34. Zhu Z, Liu X, Chen X, et al. Prevalence and Virulence Determinants of Staphylococcus aureus in Wholesale and Retail Pork in Wuhan, Central China. Foods. 2022;11(24):4114. doi: 10.3390/foods11244114 EDN: FFTZDT
  35. Lowder BV, Guinane CM, Ben Zakour NL, et al. Recent Human-to-poultry Host Jump, Adaptation, and Pandemic Spread of Staphylococcus aureus. Proceedings of the National Academy of Sciences. 2009;106(46):19545–19550. doi: 10.1073/pnas.0909285106
  36. El-Telbany M, Lin CY, Abdelaziz MN, et al. Potential Application of Phage vB_EfKS5 to control Enterococcus faecalis and its Biofilm in Food. AMB Express. 2023;13(1):130. doi: 10.1186/s13568-023-01628-6 EDN: ANWUCB
  37. Holman DB, Klima CL, Gzyl KE, et al. Antimicrobial Resistance in Enterococcus spp. Isolated from a Beef Processing Plant and Retail Ground Beef. Microbiology Spectrum. 2021;9(3):e01980-21. doi: 10.1128/Spectrum.01980-21 EDN: GYEAGX
  38. Wei L, Wu Q, Zhang J, et al. Prevalence and Genetic Diversity of Enterococcus faecalis Isolates from Mineral Water and Spring Water in China. Frontiers in Microbiology. 2017;8:1109. doi: 10.3389/fmicb.2017.01109
  39. Cho S, Jackson CR, Frye JG. The prevalence and antimicrobial resistance phenotypes of Salmonella, Escherichia coli and Enterococcus sp. in surface water. Letters in Applied Microbiology. 2020;71(1):3–25. doi: 10.1111/lam.13301 EDN: TLEFBM
  40. The European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing. Breakpoint tables for interpretation of MICs and zone diameters [Internet]. Version 13.0. В: The European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing, 2023–2024. Available from: http://www.eucast.org
  41. Gołaś-Prądzyńska M, Łuszczyńska M, Rola JG. Dairy Products: A Potential Source of Multidrug-Resistant Enterococcus faecalis and Enterococcus faecium Strains. Foods. 2022;11(24):4116. doi: 10.3390/foods11244116 EDN: ZGUZIG
  42. Li J, Yang L, Huang X, et al. Molecular Characterization of Antimicrobial Resistance and Virulence Factors of Enterococcus faecalis from Ducks at Slaughterhouses. Poultry Science. 2022;101(4):101646. doi: 10.1016/j.psj.2021.101646 EDN: OJEFLQ
  43. EFSA Panel on Animal Health and Welfare, More S, Bicout D, et al. Assessment of Listing and Categorisation of Animal Diseases Within the Framework of the Animal Health Law (Regulation (EU) No. 2016/429): Bluetongue. EFSA Journal. 2017;15(8):e04957. doi: 10.2903/j.efsa.2017.4957
  44. Kim E, Shin SW, Kwak HS, et al. Prevalence and Characteristics of Phenicol-Oxazolidinone Resistance Genes in Enterococcus Faecalis and Enterococcus Faecium Isolated from Food-Producing Animals and Meat in Korea. International Journal of Molecular Sciences. 2021;22(21):11335. doi: 10.3390/ijms222111335 EDN: EUVWJM
  45. Zheng JX, Wu Y, Lin ZW, et al. Characteristics of and Virulence Factors Associated with Biofilm Formation in Clinical Enterococcus faecalis Isolates in China. Frontiers in Microbiology. 2017;8:272233. doi: 10.3389/fmicb.2017.02338
  46. Farias BO, Montenegro KS, Nascimento APA, et al. First Report of a Wastewater Treatment-Adapted Enterococcus faecalis ST21 Harboring vanA Gene in Brazil. Current Microbiology. 2023;80(9):313. doi: 10.1007/s00284-023-03418-6 EDN: WUTCXH
  47. Neumann B, Prior K, Bender JK, et al. A Core Genome Multilocus Sequence Typing Scheme for Enterococcus faecalis. Journal of Clinical Microbiology. 2019;57(3):e01686-18. doi: 10.1128/JCM.01686-18 EDN: MKTCCC
  48. Pöntinen AK, Top J, Arredondo-Alonso S, et al. Apparent Nosocomial Adaptation of Enterococcus faecalis Predates the Modern Hospital Era. Nat Commun. 2021;12(1):1523. doi: 10.1038/s41467-021-21749-5
  49. Zaitseva EA, Luchaninova VN, Melnikova EA, et al. Clinical and Microbiological Aspects of Enterococcus faecalis-associated Urinary Tract Infection. Russian Journal of Infection and Immunity. 2021;11(1):184–190. doi: 10.15789/2220-7619-CAM-1341 EDN: XIZSPD
  50. Moles L, Gómez M, Jiménez E, et al. Preterm Infant Gut Colonization in the Neonatal ICU and Complete Restoration 2 years later. Clinical Microbiology and Infection. 2015;21(10):936.e1–936.e10. doi: 10.1016/j.cmi.2015.06.003
  51. Biggel M, Nüesch-Inderbinen M, Raschle S, et al. Spread of Vancomycin-Resistant Enterococcus faecium ST133 in the Aquatic Environment in Switzerland. Journal of Global Antimicrobial Resistance. 2021;27:31–36. doi: 10.1016/j.jgar.2021.08.002 EDN: WLETUB

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Fig. 1. Phenotypic profile of antibiotic resistance of food isolates of S. aureus isolated in the Kyrgyz Republic in 2020–2023.

Download (922KB)
Indexing metadata
3. Fig. 2. Phenotypic profile of antibiotic resistance of food isolates of E. faecalis isolated in the Kyrgyz Republic in 2020–2023.

Download (827KB)
Indexing metadata
4. Table 1

Download (202KB)
Indexing metadata
5. Table 2

Download (471KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2025 Eco-vector


СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ЭЛ № ФС 77 - 80652 от 15.03.2021 . Учредитель ООО "Эко-Вектор Ай-Пи" (ОГРН 1157847215338).