Влияние производных 8-оксо-1,N6-этеноаденина на работу РНК-полимераз вируса SARS-CoV-2 и бактерии Escherichia coli

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Бактериальные и вирусные РНК-полимеразы являются перспективными мишенями для разработки новых ингибиторов транскрипции. Одним из потенциальных блокаторов синтеза РНК является 7,8-дигидро-8-оксо-1,N6-этеноаденин (oxo-εA) – синтетическое соединение, которое представляет собой комбинацию двух модификаций аденина: 8-оксоаденина (oxo-A) и 1,N6-этеноаденина (εA). В данном исследовании мы синтезировали oxo-εA-трифосфат (oxo-εATP) и показали, что он может включаться РНК-зависимой РНК-полимеразой вируса SARS-CoV-2 в состав синтезируемой РНК напротив матричных остатков A и G в присутствии ионов Mn2+. В случае РНК-полимеразы Escherichia coli включение происходит напротив остатков A в матричной цепи ДНК. В случае нахождения oxo-εA вместо аденина в матричной цепи ДНК происходит полная остановка транскрипции в месте модификации. В то же время oxo-εAТР не подавляет синтез РНК обеими РНК-полимеразами в присутствии немодифицированных нуклеотидов, то есть не может эффективно конкурировать с природными субстратами. Таким образом, oxo-εA-модификация значительно нарушает матричные свойства нуклеотида при синтезе РНК РНК-полимеразами разных классов, и соответствующие производные нуклеотидов не являются потенциальными противовирусными или антибактериальными ингибиторами транскрипции.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

И. В. Петушков

Национальный исследовательский центр «Курчатовский институт»; Институт биологии гена РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: telomer1@rambler.ru
Россия, 123182 Москва; 119334 Москва

А. В. Аралов

ФГБУН ГНЦ РФ «Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова» Российской академии наук; Российский университет дружбы народов имени Патриса Лумумбы

Email: telomer1@rambler.ru
Россия, 117997 Москва; 117198 Москва

И. А. Иванов

ФГБУН ГНЦ РФ «Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова» Российской академии наук; Общество с ограниченной ответственностью «Органикум»

Email: telomer1@rambler.ru
Россия, 117997 Москва; 127486 Москва

М. С. Баранов

ФГБУН ГНЦ РФ «Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова» Российской академии наук; Российский национальный исследовательский медицинский университет имени Н.И. Пирогова

Email: telomer1@rambler.ru
Россия, 117997 Москва; 117997 Москва

Т. С. Зацепин

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: telomer1@rambler.ru

химический факультет

Россия, 119991 Москва

А. В. Кульбачинский

Национальный исследовательский центр «Курчатовский институт»; Институт биологии гена РАН

Email: avkulb@yandex.ru
Россия, 123182 Москва; 119334 Москва

Список литературы

  1. Aralov, A. V., Gubina, N., Cabrero, C., Tsvetkov, V. B., Turaev, A. V., Fedeles, B. I., Croy, R. G., Isaakova, E. A., Melnik, D., Dukova, S., Ryazantsev, D. Y., Khrulev, A. A., Varizhuk, A. M., Gonzalez, C., Zatsepin, T. S., and Essigmann, J. M. (2022) 7,8-Dihydro-8-oxo-1,N6-ethenoadenine: an exclusively Hoogsteen-paired thymine mimic in DNA that induces A-->T transversions in Escherichia coli, Nucleic Acids Res., 50, 3056-3069, https:// doi.org/10.1093/nar/gkac148.
  2. Kim, D., Lee, J.-Y., Yang, J.-S., Kim, J. W., Kim, V. N., and Chang, H. (2020) The architecture of SARS-CoV-2 transcriptome, Cell, 181, 914-921.e910, https://doi.org/10.1016/j.cell.2020.04.011.
  3. Hillen, H. S., Kokic, G., Farnung, L., Dienemann, C., Tegunov, D., and Cramer, P. (2020) Structure of replicating SARS-CoV-2 polymerase, Nature, 584, 154-156, https://doi.org/10.1038/s41586-020-2368-8.
  4. Shannon, A., Selisko, B., Le, N. T., Huchting, J., Touret, F., Piorkowski, G., Fattorini, V., Ferron, F., Decroly, E., Meier, C., Coutard, B., Peersen, O., and Canard, B. (2020) Rapid incorporation of Favipiravir by the fast and permissive viral RNA polymerase complex results in SARS-CoV-2 lethal mutagenesis, Nat. Commun., 11, 4682, https://doi.org/10.1038/s41467-020-18463-z.
  5. Yin, X., Popa, H., Stapon, A., Bouda, E., and Garcia-Diaz, M. (2023) Fidelity of ribonucleotide incorporation by the SARS-CoV-2 replication complex, J. Mol. Biol., 435, 167973, https://doi.org/10.1016/j.jmb.2023.167973.
  6. Moeller, N. H., Shi, K., Demir, O., Belica, C., Banerjee, S., Yin, L., Durfee, C., Amaro, R. E., and Aihara, H. (2022) Structure and dynamics of SARS-CoV-2 proofreading exoribonuclease ExoN, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 119, https://doi.org/10.1073/pnas.2106379119.
  7. Drake, J. W., and Holland, J. J. (1999) Mutation rates among RNA viruses, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 96, 13910-13913, https://doi.org/10.1073/pnas.96.24.13910.
  8. Jenkins, G. M., Rambaut, A., Pybus, O. G., and Holmes, E. C. (2002) Rates of molecular evolution in RNA viruses: a quantitative phylogenetic analysis, J. Mol. Evol., 54, 156-165, https://doi.org/10.1007/s00239-001-0064-3.
  9. Sanjuan, R., Nebot, M. R., Chirico, N., Mansky, L. M., and Belshaw, R. (2010) Viral mutation rates, J. Virol., 84, 9733-9748, https://doi.org/10.1128/JVI.00694-10.
  10. Jones, A. N., Mourao, A., Czarna, A., Matsuda, A., Fino, R., Pyrc, K., Sattler, M., and Popowicz, G. M. (2022) Characterization of SARS-CoV-2 replication complex elongation and proofreading activity, Sci. Rep., 12, 9593, https://doi.org/10.1038/s41598-022-13380-1.
  11. Petushkov, I., Esyunina, D., and Kulbachinskiy, A. (2023) Effects of natural RNA modifications on the activity of SARS-CoV-2 RNA-dependent RNA polymerase, FEBS J., 290, 80-92, https://doi.org/10.1111/febs.16587.
  12. Sacramento, C. Q., Fintelman-Rodrigues, N., Temerozo, J. R., da Silva, A. P. D., Dias, S., da Silva, C. D. S., Ferreira, A. C., Mattos, M., Pao, C. R. R., de Freitas, C. S., Soares, V. C., Hoelz, L. V. B., Fernandes, T. V. A., Branco, F. S. C., Bastos, M. M., Boechat, N., Saraiva, F. B., Ferreira, M. A., Jockusch, S., Wang, X., Tao, C., Chien, M., Xie, W., Patel, D., et al. (2021) In vitro antiviral activity of the anti-HCV drugs daclatasvir and sofosbuvir against SARS-CoV-2, the aetiological agent of COVID-19, J. Antimicrob. Chemother., 76, 1874-1885, https://doi.org/ 10.1093/jac/dkab072.
  13. Jockusch, S., Tao, C., Li, X., Chien, M., Kumar, S., Morozova, I., Kalachikov, S., Russo, J. J., and Ju, J. (2020) Sofosbuvir terminated RNA is more resistant to SARS-CoV-2 proofreader than RNA terminated by Remdesivir, Sci. Rep., 10, 16577, https://doi.org/10.1038/s41598-020-73641-9.
  14. Kokic, G., Hillen, H. S., Tegunov, D., Dienemann, C., Seitz, F., Schmitzova, J., Farnung, L., Siewert, A., Hobartner, C., and Cramer, P. (2021) Mechanism of SARS-CoV-2 polymerase stalling by remdesivir, Nat. Commun., 12, 279, https://doi.org/10.1038/s41467-020-20542-0.
  15. Yin, W. M. C., Luan, X., Shen, D. D., Shen, Q., Su, H., Wang, X., Zhou, F., Zhao, W., Gao, M., Chang, S., Xie, Y. C., Tian, G., Jiang, H. W., Tao, S. C., Shen, J., Jiang, Y., Jiang, H., Xu, Y., Zhang, S., Zhang, Y., and Xu, H. E. (2020) Structural basis for inhibition of the RNA-dependent RNA polymerase from SARS-CoV-2 by remdesivir, Science, 368, 1499-1504, https://doi.org/10.1126/science.abc1560.
  16. Kabinger, F. S. C., Schmitzová, J., Dienemann, C., Kokic, G., Hillen, H. S., Höbartner, C., and Cramer, P. (2021) Mechanism of molnupiravir-induced SARS-CoV-2 mutagenesis, Nat. Struct. Mol. Biol., 28, 740-746, https:// doi.org/10.1038/s41594-021-00651-0.
  17. Wang, J., Shi, Y., Reiss, K., Maschietto, F., Lolis, E., Konigsberg, W. H., Lisi, G. P., and Batista, V. S. (2022) Structural insights into binding of remdesivir triphosphate within the replication–transcription complex of SARS-CoV-2, Biochemistry, 61, 1966-1973, https://doi.org/10.1021/acs.biochem.2c00341.
  18. Gordon, C. J., Tchesnokov, E. P., Woolner, E., Perry, J. K., Feng, J. Y., Porter, D. P., and Götte, M. (2020) Remdesivir is a direct-acting antiviral that inhibits RNA-dependent RNA polymerase from severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 with high potency, J. Biol. Chem., 295, 6785-6797, https://doi.org/10.1074/jbc. RA120.013679.
  19. Gordon, C. J., Tchesnokov, E. P., Schinazi, R. F., and Götte, M. (2021) Molnupiravir promotes SARS-CoV-2 mutagenesis via the RNA template, J. Biol. Chem., 297, 100770, https://doi.org/10.1016/j.jbc.2021.100770.
  20. Tchesnokov, E. P., Gordon, C. J., Woolner, E., Kocinkova, D., Perry, J. K., Feng, J. Y., Porter, D. P., and Götte, M. (2020) Template-dependent inhibition of coronavirus RNA-dependent RNA polymerase by remdesivir reveals a second mechanism of action, J. Biol. Chem., 295, 16156-16165, https://doi.org/10.1074/jbc. AC120.015720.
  21. Luo, X., Wang, X., Yao, Y., Gao, X., and Zhang, L. (2022) Unveiling the “template-dependent” inhibition on the viral transcription of SARS-CoV-2, J. Phys. Chem. Lett., 13, 7197-7205, https://doi.org/10.1021/acs.jpclett.2c01314.
  22. Apostle, A., Yin, Y., Chillar, K., Eriyagama, A., Arneson, R., Burke, E., Fang, S., and Yuan, Y. (2023) Effects of epitranscriptomic RNA modifications on the catalytic activity of the SARS-CoV-2 replication complex, Chembiochem, 24, https://doi.org/10.1002/cbic.202300095.
  23. Iyer, L. M., and Aravind, L. (2012) Insights from the architecture of the bacterial transcription apparatus, J. Struct. Biol., 179, 299-319, https://doi.org/10.1016/j.jsb.2011.12.013.
  24. Steitz, T. A. (1998) A mechanism for all polymerases, Nature, 391, 231-232, https://doi.org/10.1038/34542.
  25. Sosunov, V., Sosunova, E., Mustaev, A., Bass, I., Nikiforov, V., and Goldfarb, A. (2003) Unified two-metal mechanism of RNA synthesis and degradation by RNA polymerase, EMBO J., 22, 2234-2244, https://doi.org/10.1093/emboj/cdg193.
  26. James, K., Gamba, P., Cockell, S. J., and Zenkin, N. (2017) Misincorporation by RNA polymerase is a major source of transcription pausing in vivo, Nucleic Acids Res., 45, 1105-1113, https://doi.org/10.1093/nar/gkw969.
  27. Imashimizu, M., Oshima, T., Lubkowska, L., and Kashlev, M. (2013) Direct assessment of transcription fidelity by high-resolution RNA sequencing, Nucleic Acids Res., 41, 9090-9104, https://doi.org/10.1093/nar/gkt698.
  28. Mäkinen, J., Shin, Y., Vieras, E., Virta, P., Metsä-Ketelä, M., Murakami, K., and Belogurov, G. (2021) The mechanism of the nucleo-sugar selection by multi-subunit RNA polymerases, Nat. Commun., 12, https://doi.org/10.1038/s41467-021-21005-w.
  29. Nedialkov, Y. A., and Burton, Z. F. (2013) Translocation and fidelity of Escherichia coli RNA polymerase, Transcription, 4, 136-143, https://doi.org/10.4161/trns.25527.
  30. Nudler, E., Gusarov, I., and Bar-Nahum, G. (2003) Methods of Walking with the RNA Polymerase, in Methods in Enzymology, Academic Press, pp. 160-169.
  31. Agapov, A., Olina, A., and Kulbachinskiy, A. (2022) RNA polymerase pausing, stalling and bypass during transcription of damaged DNA: from molecular basis to functional consequences, Nucleic Acids Res., 50, 3018-3041, https://doi.org/10.1093/nar/gkac174.
  32. Gehring, A. M., and Santangelo, T. J. (2017) Archaeal RNA polymerase arrests transcription at DNA lesions, Transcription, 8, 288-296, https://doi.org/10.1080/21541264.2017.1324941.
  33. Pupov, D., Ignatov, A., Agapov, A., and Kulbachinskiy, A. (2019) Distinct effects of DNA lesions on RNA synthesis by Escherichia coli RNA polymerase, Biochem. Biophys. Res. Commun., 510, 122-127, https://doi.org/10.1016/ j.bbrc.2019.01.062.
  34. Guseva, E. A., Kamzeeva, P. N., Sokolskaya, S. Y., Slushko, G. K., Belyaev, E. S., Myasnikov, B. P., Golubeva, J. A., Alferova, V. A., Sergiev, P. V., and Aralov, A. V. (2024) Modified (2′-deoxy)adenosines activate autophagy primarily through AMPK/ULK1-dependent pathway, Bioorg. Med. Chem. Lett., 113, 129980, https://doi.org/10.1016/ j.bmcl.2024.129980.
  35. Svetlov, V., and Artsimovitch, I. (2015) Purification of bacterial RNA polymerase: tools and protocols, Methods Mol. Biol., 1276, 13-29, https://doi.org/10.1007/978-1-4939-2392-2_2.
  36. Kore, A. R., Shanmugasundaram, M., Senthilvelan, A., and Srinivasan, B. (2012) Gram-scale chemical synthesis of 2′-deoxynucleoside-5′-O-triphosphates, Curr. Protocols Nucleic Acid Chem., 49, 13.10.11-13.10.12, https:// doi.org/10.1002/0471142700.nc1310s49.
  37. Kamzeeva, P., Petushkov, I., Knizhnik, E., Snoeck, R., Khodarovich, Y., Ryabukhina, E., Alferova, V., Eshtukov-Shcheglov, A., Belyaev, E., Svetlova, J., Vedekhina, T., Kulbachinskiy, A., Varizhuk, A., Andrei, G., and Aralov, A. (2023) Phenotypic test of benzo[4,5]imidazo[1,2-c]pyrimidinone-based nucleoside and non-nucleoside derivatives against DNA and RNA viruses, including coronaviruses, Int. J. Mol. Sci., 24, 14540, https://doi.org/ 10.3390/ijms241914540.
  38. Miropolskaya, N., Kozlov, M., Petushkov, I., Prostova, M., Pupov, D., Esyunina, D., Kochetkov, S., and Kulbachinskiy, A. (2023) Effects of natural polymorphisms in SARS-CoV-2 RNA-dependent RNA polymerase on its activity and sensitivity to inhibitors in vitro, Biochimie, 206, 81-88, https://doi.org/10.1016/j.biochi. 2022.10.007.
  39. Matyugina, E., Petushkov, I., Surzhikov, S., Kezin, V., Maslova, A., Ivanova, O., Smirnova, O., Kirillov, I., Fedyakina, I., Kulbachinskiy, A., Kochetkov, S., and Khandazhinskaya, A. (2023) Nucleoside analogs that inhibit SARS-CoV-2 replication by blocking interaction of virus polymerase with RNA, Int. J. Mol. Sci., 24, 3361, https://doi.org/10.3390/ijms24043361.
  40. Zhilina, E., Miropolskaya, N., Bass, I., Brodolin, K., and Kulbachinskiy, A. (2011) Characteristics of sigma-dependent pausing in RNA polymerases from E. coli and T. aquaticus, Biochemistry (Moscow), 76, 1348-1358, https://doi.org/10.1134/S0006297911100038.
  41. Zhilina, E., Esyunina, D., Brodolin, K., and Kulbachinskiy, A. (2012) Structural transitions in the transcription elongation complexes of bacterial RNA polymerase during sigma-dependent pausing, Nucleic Acids Res., 40, 3078-3091, https://doi.org/10.1093/nar/gkr1158.
  42. Petushkov, I., Esyunina, D., and Kulbachinskiy, A. (2017) σ38-dependent promoter-proximal pausing by bacterial RNA polymerase, Nucleic Acids Res., 45, 3006-3016, https://doi.org/10.1093/nar/gkw1213.
  43. Leonard, G. A., Guy, A., Brown, T., Teoule, R., and Hunter, W. N. (1992) Conformation of guanine-8-oxoadenine base pairs in the crystal structure of d(CGCGAATT(O8A)GCG), Biochemistry, 31, 8415-8420, https://doi.org/10.1021/bi00151a004.
  44. Arnold, J. J., and Cameron, C. E. (2004) Poliovirus RNA-dependent RNA polymerase (3Dpol): pre-steady-state kinetic analysis of ribonucleotide incorporation in the presence of Mg2+, Biochemistry, 43, 5126-5137, https://doi.org/10.1021/bi035212y.
  45. Arnold, J. J., Gohara, D. W., and Cameron, C. E. (2004) Poliovirus RNA-dependent RNA polymerase (3Dpol): pre-steady-state kinetic analysis of ribonucleotide incorporation in the presence of Mg2+, Biochemistry, 43, 5138-5148, https://doi.org/10.1021/bi035213q.
  46. Huang, Y., Beaudry, A., McSwiggen, J., and Sousa, R. (1997) Determinants of ribose specificity in RNA polymerization: effects of Mn2+ and deoxynucleoside monophosphate incorporation into transcripts, Biochemistry, 36, 13718-13728, https://doi.org/10.1021/bi971609o.
  47. Ranjith-Kumar, C. T., Kim, Y. C., Gutshall, L., Silverman, C., Khandekar, S., Sarisky, R. T., and Kao, C. C. (2002) Mechanism of de novo initiation by the hepatitis C virus RNA-dependent RNA polymerase: role of divalent metals, J. Virol., 76, 12513-12525, https://doi.org/10.1128/jvi.76.24.12513-12525.2002.
  48. Te Velthuis, A. J. W., Arnold, J. J., Cameron, C. E., van den Worm, S. H. E., and Snijder, E. J. (2009) The RNA polymerase activity of SARS-coronavirus nsp12 is primer dependent, Nucleic Acids Res., 38, 203-214, https:// doi.org/10.1093/nar/gkp904.
  49. Gottesman, M. E., Chudaev, M., and Mustaev, A. (2020) Key features of magnesium that underpin its role as the major ion for electrophilic biocatalysis, FEBS J., 287, 5439-5463, https://doi.org/10.1111/febs.15318.
  50. Poranen, M. M., Salgado, P. S., Koivunen, M. R. L., Wright, S., Bamford, D. H., Stuart, D. I., and Grimes, J. M. (2008) Structural explanation for the role of Mn2+ in the activity of ϕ6 RNA-dependent RNA polymerase, Nucleic Acids Res., 36, 6633-6644, https://doi.org/10.1093/nar/gkn632.
  51. Vassylyev, D. G., Vassylyeva, M. N., Zhang, J., Palangat, M., Artsimovitch, I., and Landick, R. (2007) Structural basis for substrate loading in bacterial RNA polymerase, Nature, 448, 163-168, https://doi.org/10.1038/ nature05931.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Структура oxo-εA-модификации (а), химический синтез oxo-εATP (б) и предполагаемые пары oxo-εA:A, oxo-εA:G и oxo-A:G (в)

Скачать (196KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Анализ включения oxo-εATP RdRp SARS-CoV-2. а – Схема РНК-субстрата, использованного в экспериментах. РНК-праймер показан красным цветом, РНК-матрица – чёрным, первое матричное основание отмечено «+1». Остатки, включаемые RdRp при удлинении праймера, изображены серым цветом (показаны 7 остатков, включаемых при добавлении ограниченного набора NTP), направление транскрипции указано стрелкой. б – Анализ продуктов транскрипции RdRp в присутствии разных наборов NTP и oxo-εATP при добавлении ионов Mg2+ (левая панель) и Mn2+ (правая панель). Контрольные образцы, которые инкубировали без NTP, отмечены знаком «−». Справа отмечена длина РНК-продуктов в нуклеотидах. Электрофореграмма продуктов транскрипции в 15%-ном ПААГ в денатурирующих условиях

Скачать (417KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Включение oxo-εATP RdRp на РНК-субстратах с вариабельным матричным основанием в +1 позиции. а – Схема РНК-субстратов, использованных в экспериментах. РНК-праймер показан красным цветом, РНК-матрица – чёрным. Вариабельное матричное основание в +1 положении (X) выделено жёлтым цветом, встраиваемый напротив него остаток (Y) и последующие три остатка показаны серым цветом. б – Анализ продуктов транскрипции RdRp в присутствии природных NTP и/или oxo-εATP при добавлении ионов Mg2+. Контрольный образец, который инкубировали без NTP, отмечен знаком «−». Реакции проводили с РНК-матрицами, содержащими остатки A, G, C или U в +1 положении. в – Анализ продуктов транскрипции RdRp в присутствии природных NTP и/или oxo-εATP при добавлении ионов Mn2+ по аналогии с панелью б. Электрофореграммы продуктов транскрипции в 15%-ном ПААГ в денатурирующих условиях. Справа отмечена длина РНК-продуктов в нуклеотидах

Скачать (483KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Анализ включения oxo-εATP РНКП E. coli. а – Схема элонгационного комплекса, использованного в экспериментах. РНК-олигонуклеотид показан красным цветом, матричная цепь ДНК – чёрным цветом, нематричная цепь – синим. Показана точка начала включения нуклеотидных остатков (+1), первые 4 включённых нуклеотидных остатка отмечены серым цветом, направление транскрипции указано стрелкой. б – Анализ продуктов транскрипции в присутствии разных наборов NTP и oxo-εATP при добавлении ионов Mg2+ (левая панель) и Mn2+ (правая панель). Контрольные образцы, которые инкубировали без NTP, отмечены знаком «−». Электрофореграмма продуктов транскрипции в 15%-ном ПААГ в денатурирующих условиях. Справа отмечена длина РНК-продуктов в нуклеотидах

Скачать (598KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Анализ прохождения РНКП E. coli остатка oxo-εA в матричной цепи ДНК. а – Схема элонгационного комплекса, использованного в экспериментах. РНК-олигонуклеотид показан красным цветом, матричная цепь – чёрным цветом, нематричная цепь – синим. Позиция oxo-εA или контрольного dA отмечена буквой X и выделена жёлтым цветом. Показана точка начала включения нуклеотидных остатков (+1), первые 4 включённых нуклеотидных остатка отмечены серым цветом, буквой Y показан остаток, включаемый напротив oxo-εA или dA. б – Анализ продуктов транскрипции при прохождении РНКП через oxo-εA в +2 положении матричной цепи (левая панель) или через контрольный dA (правая панель). Контрольный образец, который инкубировали без NTP, отмечен знаком «−». Электрофореграмма продуктов транскрипции в 15%-ном ПААГ в денатурирующих условиях. Справа отмечена длина РНК-продуктов в нуклеотидах

Скачать (555KB)
Метаданные
7. Приложение
Скачать (156KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024