Когезиновый комплекс: структура и принципы взаимодействия с днк

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Точная репликация и разделение длинных линейных молекул геномной ДНК связаны с преодолением ряда чисто механических трудностей. SMC-Комплексы являются ключевыми компонентами клеточной машинерии, обеспечивающей декатенацию сестринских хромосом, а также компактизацию геномной ДНК во время деления. Один из базовых эукариотических SMC-комплексов, когезин, имеет типичную для этой группы кольцевую структуру с межсубъединичной порой, сквозь которую могут быть продеты нити ДНК. На способности когезина к такому топологическому надеванию на ДНК основано участие комплекса в пострепликативном сцеплении сестринских хроматид – когезии. Сравнительно недавно стало ясно, что когезин, так же как и другие SMC-комплексы, является моторным белком, своеобразное движение которого по молекуле ДНК ведет к выпетливанию ДНК (процесс, получивший название «экструзия»). Экструзия обеспечивает выполнение функций когезина за пределами когезии, однако молекулярный механизм процесса остается загадкой. В этом обзоре мы суммировали данные об архитектуре когезина, о влиянии связывания и гидролиза ATP на эту архитектуру, а также о ряде альтернативных способов связывания комплекса с ДНК. Многие из представленных структурных закономерностей в ближайшем будущем, вероятно, станут частью целостной модели, описывающей молекулярный механизм процесса экструзии.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

А. К. Голов

Институт биологии гена РАН; Технион – Израильский технологический институт

Автор, ответственный за переписку.
Email: golovstein@gmail.com
Россия, Москва; Хайфа, Израиль

А. А. Гаврилов

Институт биологии гена РАН

Email: aleksey.a.gavrilov@gmail.com
Россия, Москва

Список литературы

  1. Yatskevich, S., Rhodes, J., and Nasmyth, K. (2019) Organization of chromosomal DNA by SMC complexes, Annu. Rev. Genet., 53, 445-482, https://doi.org/10.1146/annurev-genet-112618-043633.
  2. Gligoris, T., and Löwe, J. (2016) Structural insights into ring formation of cohesin and related Smc complexes, Trends Cell Biol., 26, 680-693, https://doi.org/10.1016/j.tcb.2016.04.002.
  3. Lee, H., Noh, H., and Ryu, J.-K. (2021) Structure-function relationships of SMC protein complexes for DNA loop extrusion, Biodesign, 9, 1-13, https://doi.org/10.34184/kssb.2021.9.1.1.
  4. Davidson, I. F., and Peters, J.-M. (2021) Genome folding through loop extrusion by SMC complexes, Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 22, 445-464, https://doi.org/10.1038/s41580-021-00349-7.
  5. Oldenkamp, R., and Rowland, B. D. (2022) A walk through the SMC cycle: from catching DNAs to shaping the genome, Mol. Cell, 82, 1616-1630, https://doi.org/10.1016/j.molcel.2022.04.006.
  6. Kabirova, E., Nurislamov, A., Shadskiy, A., Smirnov, A., Popov, A., Salnikov, P., Battulin, N., and Fishman, V. (2023) Function and evolution of the loop extrusion machinery in animals, Int. J. Mol. Sci., 24, 5017, https://doi.org/10.3390/ijms24055017.
  7. Srinivasan, M., Scheinost, J. C., Petela, N. J., Gligoris, T. G., Wissler, M., Ogushi, S., Collier, J. E., Voulgaris, M., Kurze, A., Chan, K.-L., Hu, B., Costanzo, V., and Nasmyth, K. A. (2018) The cohesin ring uses its hinge to organize DNA using non-topological as well as topological mechanisms, Cell, 173, 1508-1519.e18, https://doi.org/10.1016/j.cell.2018.04.015.
  8. Nagasaka, K., Davidson, I. F., Stocsits, R. R., Tang, W., Wutz, G., Batty, P., Panarotto, M., Litos, G., Schleiffer, A., Gerlich, D. W., and Peters, J.-M. (2023) Cohesin mediates DNA loop extrusion and sister chromatid cohesion by distinct mechanisms, Mol. Cell, 83, 3049-3063.e6, https://doi.org/10.1016/j.molcel.2023.07.024.
  9. Arumugam, P., Nishino, T., Haering, C. H., Gruber, S., and Nasmyth, K. (2006) Cohesin’s ATPase activity is stimulated by the C-terminal winged-helix domain of Its kleisin subunit, Curr. Biol., 16, 1998-2008, https://doi.org/10.1016/ j.cub.2006.09.002.
  10. Golov, A. K., and Gavrilov, A. A. (2024) Cohesin-dependent loop extrusion: molecular mechanics and role in cell physiology, Biochemistry (Moscow), 89, 601-625, https://doi.org/S0006297924040023.
  11. Nasmyth, K., and Haering, C. H. (2005) The structure and function of SMC and kleisin complexes, Annu. Rev. Biochem., 74, 595-648, https://doi.org/10.1146/annurev.biochem.74.082803.133219.
  12. Cobbe, N., and Heck, M. M. S. (2004) The evolution of SMC proteins: phylogenetic analysis and structural implications, Mol. Biol. Evol., 21, 332-347, https://doi.org/10.1093/molbev/msh023.
  13. Schleiffer, A., Kaitna, S., Maurer-Stroh, S., Glotzer, M., Nasmyth, K., and Eisenhaber, F. (2003) Kleisins: a superfamily of bacterial and eukaryotic SMC protein partners, Mol. Cell, 11, 571-575, https://doi.org/10.1016/ s1097-2765(03)00108-4.
  14. Harvey, S. H., Krien, M. J. E., and O’Connell, M. J. (2002) Structural maintenance of chromosomes (SMC) proteins, a family of conserved ATPases, Genome Biol., 3, REVIEWS3003, https://doi.org/10.1186/gb-2002-3-2-reviews3003.
  15. Wells, J. N., Gligoris, T. G., Nasmyth, K. A., and Marsh, J. A. (2017) Evolution of condensin and cohesin complexes driven by replacement of Kite by Hawk proteins, Curr. Biol., 27, R17-R18, https://doi.org/10.1016/j.cub.2016.11.050.
  16. Löwe, J., Cordell, S. C., and van den Ent, F. (2001) Crystal structure of the SMC head domain: an ABC ATPase with 900 residues antiparallel coiled-coil inserted, J. Mol. Biol., 306, 25-35, https://doi.org/10.1006/jmbi.2000.4379.
  17. Haering, C. H., Löwe, J., Hochwagen, A., and Nasmyth, K. (2002) Molecular architecture of SMC proteins and the yeast cohesin complex, Mol. Cell, 9, 773-788, https://doi.org/10.1016/S1097-2765(02)00515-4.
  18. Kurze, A., Michie, K. A., Dixon, S. E., Mishra, A., Itoh, T., Khalid, S., Strmecki, L., Shirahige, K., Haering, C. H., Löwe, J., and Nasmyth, K. (2011) A positively charged channel within the Smc1/Smc3 hinge required for sister chromatid cohesion, EMBO J., 30, 364-378, https://doi.org/10.1038/emboj.2010.315.
  19. Bürmann, F., Lee, B.-G., Than, T., Sinn, L., O’Reilly, F. J., Yatskevich, S., Rappsilber, J., Hu, B., Nasmyth, K., and Löwe, J. (2019) A folded conformation of MukBEF and cohesin, Nat. Struct. Mol. Biol., 26, 227-236, https://doi.org/10.1038/s41594-019-0196-z.
  20. Melby, T. E., Ciampaglio, C. N., Briscoe, G., and Erickson, H. P. (1998) The symmetrical structure of structural maintenance of chromosomes (SMC) and MukB proteins: long, antiparallel coiled coils, folded at a flexible hinge, J. Cell Biol., 142, 1595-1604, https://doi.org/10.1083/jcb.142.6.1595.
  21. Uhlmann, F., Wernic, D., Poupart, M. A., Koonin, E. V., and Nasmyth, K. (2000) Cleavage of cohesin by the CD clan protease separin triggers anaphase in yeast, Cell, 103, 375-386, https://doi.org/10.1016/s0092-8674(00)00130-6.
  22. Gruber, S., Haering, C. H., and Nasmyth, K. (2003) Chromosomal cohesin forms a ring, Cell, 112, 765-777, https:// doi.org/10.1016/S0092-8674(03)00162-4.
  23. Stigler, J., Çamdere, G. Ö., Koshland, D. E., and Greene, E. C. (2016) Single-molecule imaging reveals a collapsed conformational state for DNA-bound cohesin, Cell Rep., 15, 988-998, https://doi.org/10.1016/j.celrep.2016.04.003.
  24. Davidson, I. F., Goetz, D., Zaczek, M. P., Molodtsov, M. I., Huis In ’t Veld, P. J., Weissmann, F., Litos, G., Cisneros, D. A., Ocampo-Hafalla, M., Ladurner, R., Uhlmann, F., Vaziri, A., and Peters, J.-M. (2016) Rapid movement and transcriptional re-localization of human cohesin on DNA, EMBO J., 35, 2671-2685, https://doi.org/10.15252/embj. 201695402.
  25. Shi, Z., Gao, H., Bai, X.-C., and Yu, H. (2020) Cryo-EM structure of the human cohesin-NIPBL-DNA complex, Science, 368, 1454-1459, https://doi.org/10.1126/science.abb0981.
  26. Diebold-Durand, M.-L., Lee, H., Ruiz Avila, L. B., Noh, H., Shin, H.-C., Im, H., Bock, F. P., Bürmann, F., Durand, A., Basfeld, A., Ham, S., Basquin, J., Oh, B.-H., and Gruber, S. (2017) Structure of full-length SMC and rearrangements required for chromosome organization, Mol. Cell, 67, 334-347.e5, https://doi.org/10.1016/j.molcel. 2017.06.010.
  27. Krishnan, A., Burroughs, A. M., Iyer, L. M., and Aravind, L. (2020) Comprehensive classification of ABC ATPases and their functional radiation in nucleoprotein dynamics and biological conflict systems, Nucleic Acids Res., 48, 10045-10075, https://doi.org/10.1093/nar/gkaa726.
  28. Lammens, A., Schele, A., and Hopfner, K.-P. (2004) Structural biochemistry of ATP-driven dimerization and DNA-stimulated activation of SMC ATPases, Curr. Biol., 14, 1778-1782, https://doi.org/10.1016/j.cub.2004.09.044.
  29. Arumugam, P., Gruber, S., Tanaka, K., Haering, C. H., Mechtler, K., and Nasmyth, K. (2003) ATP hydrolysis is required for cohesin’s association with chromosomes, Curr. Biol., 13, 1941-1953, https://doi.org/10.1016/j.cub.2003.10.036.
  30. Gligoris, T. G., Scheinost, J. C., Bürmann, F., Petela, N., Chan, K.-L., Uluocak, P., Beckouët, F., Gruber, S., Nasmyth, K., and Löwe, J. (2014) Closing the cohesin ring: structure and function of its Smc3-kleisin interface, Science, 346, 963-967, https://doi.org/10.1126/science.1256917.
  31. Bürmann, F., Shin, H.-C., Basquin, J., Soh, Y.-M., Giménez-Oya, V., Kim, Y.-G., Oh, B.-H., and Gruber, S. (2013) An asymmetric SMC-kleisin bridge in prokaryotic condensin, Nat. Struct. Mol. Biol., 20, 371-379, https://doi.org/10.1038/nsmb.2488.
  32. Haering, C. H., Schoffnegger, D., Nishino, T., Helmhart, W., Nasmyth, K., and Löwe, J. (2004) Structure and stability of cohesin’s Smc1-kleisin interaction, Mol. Cell, 15, 951-964, https://doi.org/10.1016/j.molcel.2004.08.030.
  33. Roig, M. B., Löwe, J., Chan, K.-L., Beckouët, F., Metson, J., and Nasmyth, K. (2014) Structure and function of cohesin’s Scc3/SA regulatory subunit, FEBS Lett., 588, 3692-3702, https://doi.org/10.1016/j.febslet.2014.08.015.
  34. Lee, B.-G., Roig, M. B., Jansma, M., Petela, N., Metson, J., Nasmyth, K., and Löwe, J. (2016) Crystal structure of the cohesin gatekeeper Pds5 and in complex with kleisin Scc1, Cell Rep., 14, 2108-2115, https://doi.org/10.1016/ j.celrep.2016.02.020.
  35. Petela, N. J., Gligoris, T. G., Metson, J., Lee, B.-G., Voulgaris, M., Hu, B., Kikuchi, S., Chapard, C., Chen, W., Rajendra, E., Srinivisan, M., Yu, H., Löwe, J., and Nasmyth, K. A. (2018) Scc2 is a potent activator of Cohesin’s ATPase that promotes loading by binding Scc1 without Pds5, Mol. Cell, 70, 1134-1148.e7, https://doi.org/10.1016/j.molcel. 2018.05.022.
  36. Ouyang, Z., Zheng, G., Tomchick, D. R., Luo, X., and Yu, H. (2016) Structural basis and IP6 requirement for Pds5-dependent cohesin dynamics, Mol. Cell, 62, 248-259, https://doi.org/10.1016/j.molcel.2016.02.033.
  37. Neuwald, A. F., and Hirano, T. (2000) HEAT repeats associated with condensins, cohesins, and other complexes involved in chromosome-related functions, Genome Res., 10, 1445-1452, https://doi.org/10.1101/gr.147400.
  38. Losada, A., Yokochi, T., Kobayashi, R., and Hirano, T. (2000) Identification and characterization of SA/Scc3p subunits in the Xenopus and human cohesin complexes, J. Cell Biol., 150, 405-416, https://doi.org/10.1083/ jcb.150.3.405.
  39. Murayama, Y., and Uhlmann, F. (2014) Biochemical reconstitution of topological DNA binding by the cohesin ring, Nature, 505, 367-371, https://doi.org/10.1038/nature12867.
  40. Davidson, I. F., Bauer, B., Goetz, D., Tang, W., Wutz, G., and Peters, J.-M. (2019) DNA loop extrusion by human cohesin, Science, 366, 1338-1345, https://doi.org/10.1126/science.aaz3418.
  41. Kim, Y., Shi, Z., Zhang, H., Finkelstein, I. J., and Yu, H. (2019) Human cohesin compacts DNA by loop extrusion, Science, 366, 1345-1349, https://doi.org/10.1126/science.aaz4475.
  42. Kueng, S., Hegemann, B., Peters, B. H., Lipp, J. J., Schleiffer, A., Mechtler, K., and Peters, J.-M. (2006) Wapl controls the dynamic association of cohesin with chromatin, Cell, 127, 955-967, https://doi.org/10.1016/j.cell.2006.09.040.
  43. Ouyang, Z., Zheng, G., Song, J., Borek, D. M., Otwinowski, Z., Brautigam, C. A., Tomchick, D. R., Rankin, S., and Yu, H. (2013) Structure of the human cohesin inhibitor Wapl, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 110, 11355-11360, https:// doi.org/10.1073/pnas.1304594110.
  44. Collier, J. E., Lee, B.-G., Roig, M. B., Yatskevich, S., Petela, N. J., Metson, J., Voulgaris, M., Gonzalez Llamazares, A., Löwe, J., and Nasmyth, K. A. (2020) Transport of DNA within cohesin involves clamping on top of engaged heads by Scc2 and entrapment within the ring by Scc3, Elife, 9, e59560, https://doi.org/10.7554/eLife.59560.
  45. Nora, E. P., Caccianini, L., Fudenberg, G., So, K., Kameswaran, V., Nagle, A., Uebersohn, A., Hajj, B., Saux, A. L., Coulon, A., Mirny, L. A., Pollard, K. S., Dahan, M., and Bruneau, B. G. (2020) Molecular basis of CTCF binding polarity in genome folding, Nat. Commun., 11, 5612, https://doi.org/10.1038/s41467-020-19283-x.
  46. Dauban, L., Montagne, R., Thierry, A., Lazar-Stefanita, L., Bastié, N., Gadal, O., Cournac, A., Koszul, R., and Beckouët, F. (2020) Regulation of cohesin-mediated chromosome folding by Eco1 and other partners, Mol. Cell, 77, 1279-1293.e4, https://doi.org/10.1016/j.molcel.2020.01.019.
  47. Muir, K. W., Li, Y., Weis, F., and Panne, D. (2020) The structure of the cohesin ATPase elucidates the mechanism of SMC-kleisin ring opening, Nat. Struct. Mol. Biol., 27, 233-239, https://doi.org/10.1038/s41594-020-0379-7.
  48. Chapard, C., Jones, R., van Oepen, T., Scheinost, J. C., and Nasmyth, K. (2019) Sister DNA entrapment between Juxtaposed Smc heads and Kleisin of the cohesin complex, Mol. Cell, 75, 224-237.e5, https://doi.org/10.1016/ j.molcel.2019.05.023.
  49. Higashi, T. L., Eickhoff, P., Sousa, J. S., Locke, J., Nans, A., Flynn, H. R., Snijders, A. P., Papageorgiou, G., O’Reilly, N., Chen, Z. A., O’Reilly, F. J., Rappsilber, J., Costa, A., and Uhlmann, F. (2020) A structure-based mechanism for DNA entry into the cohesin ring, Mol. Cell, 79, 917-933.e9, https://doi.org/10.1016/j.molcel.2020.07.013.
  50. Bauer, B. W., Davidson, I. F., Canena, D., Wutz, G., Tang, W., Litos, G., Horn, S., Hinterdorfer, P., and Peters, J.-M. (2021) Cohesin mediates DNA loop extrusion by a “swing and clamp” mechanism, Cell, 184, 5448-5464.e22, https://doi.org/10.1016/j.cell.2021.09.016.
  51. Hons, M. T., Huis In ’t Veld, P. J., Kaesler, J., Rombaut, P., Schleiffer, A., Herzog, F., Stark, H., and Peters, J.-M. (2016) Topology and structure of an engineered human cohesin complex bound to Pds5B, Nat. Commun., 7, 12523, https://doi.org/10.1038/ncomms12523.
  52. Ryu, J.-K., Katan, A. J., van der Sluis, E. O., Wisse, T., de Groot, R., Haering, C. H., and Dekker, C. (2020) The condensin holocomplex cycles dynamically between open and collapsed states, Nat. Struct. Mol. Biol., 27, 1134-1141, https://doi.org/10.1038/s41594-020-0508-3.
  53. Higashi, T. L., Pobegalov, G., Tang, M., Molodtsov, M. I., and Uhlmann, F. (2021) A Brownian ratchet model for DNA loop extrusion by the cohesin complex, Elife, 10, e67530, https://doi.org/10.7554/eLife.67530.
  54. Huang, C. E., Milutinovich, M., and Koshland, D. (2005) Rings, bracelet or snaps: fashionable alternatives for Smc complexes, Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci., 360, 537-542, https://doi.org/10.1098/rstb.2004.1609.
  55. Anderson, D. E., Losada, A., Erickson, H. P., and Hirano, T. (2002) Condensin and cohesin display different arm conformations with characteristic hinge angles, J. Cell Biol., 156, 419-424, https://doi.org/10.1083/jcb.200111002.
  56. Ciosk, R., Shirayama, M., Shevchenko, A., Tanaka, T., Toth, A., Shevchenko, A., and Nasmyth, K. (2000) Cohesin’s binding to chromosomes depends on a separate complex consisting of Scc2 and Scc4 proteins, Mol. Cell, 5, 243-254, https://doi.org/10.1016/s1097-2765(00)80420-7.
  57. Gerlich, D., Koch, B., Dupeux, F., Peters, J.-M., and Ellenberg, J. (2006) Live-cell imaging reveals a stable cohesin-chromatin interaction after but not before DNA replication, Curr. Biol., 16, 1571-1578, https://doi.org/10.1016/ j.cub.2006.06.068.
  58. Uhlmann, F., Lottspeich, F., and Nasmyth, K. (1999) Sister-chromatid separation at anaphase onset is promoted by cleavage of the cohesin subunit Scc1, Nature, 400, 37-42, https://doi.org/10.1038/21831.
  59. Minamino, M., Higashi, T. L., Bouchoux, C., and Uhlmann, F. (2018) Topological in vitro loading of the budding yeast cohesin ring onto DNA, Life Sci. Alliance, 1, e201800143, https://doi.org/10.26508/lsa.201800143.
  60. Haering, C. H., Farcas, A.-M., Arumugam, P., Metson, J., and Nasmyth, K. (2008) The cohesin ring concatenates sister DNA molecules, Nature, 454, 297-301, https://doi.org/10.1038/nature07098.
  61. Wilhelm, L., Bürmann, F., Minnen, A., Shin, H.-C., Toseland, C. P., Oh, B.-H., and Gruber, S. (2015) SMC condensin entraps chromosomal DNA by an ATP hydrolysis dependent loading mechanism in Bacillus subtilis, Elife, 4, e06659, https://doi.org/10.7554/eLife.06659.
  62. Shaltiel, I. A., Datta, S., Lecomte, L., Hassler, M., Kschonsak, M., Bravo, S., Stober, C., Ormanns, J., Eustermann, S., and Haering, C. H. (2022) A hold-and-feed mechanism drives directional DNA loop extrusion by condensin, Science, 376, 1087-1094, https://doi.org/10.1126/science.abm4012.
  63. Chan, K.-L., Roig, M. B., Hu, B., Beckouët, F., Metson, J., and Nasmyth, K. (2012) Cohesin’s DNA exit gate is distinct from its entrance gate and is regulated by acetylation, Cell, 150, 961-974, https://doi.org/10.1016/j.cell. 2012.07.028.
  64. Huis in ’t Veld, P. J., Herzog, F., Ladurner, R., Davidson, I. F., Piric, S., Kreidl, E., Bhaskara, V., Aebersold, R., and Peters, J.-M. (2014) Characterization of a DNA exit gate in the human cohesin ring, Science, 346, 968-972, https:// doi.org/10.1126/science.1256904.
  65. Gandhi, R., Gillespie, P. J., and Hirano, T. (2006) Human Wapl is a cohesin-binding protein that promotes sister-chromatid resolution in mitotic prophase, Curr. Biol., 16, 2406-2417, https://doi.org/10.1016/j.cub.2006.10.061.
  66. Ouyang, Z., and Yu, H. (2017) Releasing the cohesin ring: a rigid scaffold model for opening the DNA exit gate by Pds5 and Wapl, Bioessays, 39, 1600207, https://doi.org/10.1002/bies.201600207.
  67. Hauf, S., Waizenegger, I. C., and Peters, J. M. (2001) Cohesin cleavage by separase required for anaphase and cytokinesis in human cells, Science, 293, 1320-1323, https://doi.org/10.1126/science.1061376.
  68. Murayama, Y., Samora, C. P., Kurokawa, Y., Iwasaki, H., and Uhlmann, F. (2018) Establishment of DNA-DNA interactions by the cohesin ring, Cell, 172, 465-477.e15, https://doi.org/10.1016/j.cell.2017.12.021.
  69. Chiu, A., Revenkova, E., and Jessberger, R. (2004) DNA interaction and dimerization of eukaryotic SMC hinge domains, J. Biol. Chem., 279, 26233-26242, https://doi.org/10.1074/jbc.M402439200.
  70. Soh, Y.-M., Bürmann, F., Shin, H.-C., Oda, T., Jin, K. S., Toseland, C. P., Kim, C., Lee, H., Kim, S. J., Kong, M.-S., Durand-Diebold, M.-L., Kim, Y.-G., Kim, H. M., Lee, N. K., Sato, M., Oh, B.-H., and Gruber, S. (2015) Molecular basis for SMC rod formation and its dissolution upon DNA binding, Mol. Cell, 57, 290-303, https://doi.org/10.1016/j.molcel. 2014.11.023.
  71. Griese, J. J., Witte, G., and Hopfner, K.-P. (2010) Structure and DNA binding activity of the mouse condensin hinge domain highlight common and diverse features of SMC proteins, Nucleic Acids Res., 38, 3454-3465, https:// doi.org/10.1093/nar/gkq038.
  72. Li, Y., Muir, K. W., Bowler, M. W., Metz, J., Haering, C. H., and Panne, D. (2018) Structural basis for Scc3-dependent cohesin recruitment to chromatin, Elife, 7, e38356, https://doi.org/10.7554/eLife.38356.
  73. Kschonsak, M., Merkel, F., Bisht, S., Metz, J., Rybin, V., Hassler, M., and Haering, C. H. (2017) Structural basis for a safety-belt mechanism that anchors condensin to chromosomes, Cell, 171, 588-600.e24, https://doi.org/10.1016/ j.cell.2017.09.008.
  74. Lee, B.-G., Rhodes, J., and Löwe, J. (2022) Clamping of DNA shuts the condensin neck gate, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 119, e2120006119, https://doi.org/10.1073/pnas.2120006119.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Когезия сестринских хроматид и экструзия ДНК-петель, осуществляемые SMC-комплексами. а – Две базовые активности когезина: когезия (1) и экструзия (2). б – Экструзия, осуществляемая SMC-комплексами, и активность ДНК-топоизомераз типа II обеспечивают пострепликативную индивидуализацию сестринских геномов во всех клетках, прокариотических и эукариотических

Скачать (772KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Субъединичная структура когезинового комплекса. а – Фолдинг и основные структурные особенности SMC-белков. б – Общая структура трехчастного когезинового кольца и взаимодействие с ним HAWK-субъединиц. в – Общая структура крючкообразных HAWK-субъединиц SMC-комплексов

Скачать (902KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Разнообразие конформационных состояний когезина. а – O-, E- и J-конфигурации головных доменов когезина и переходы между ними, RAD21-субъединица не показана для ясности рисунка. На пиктограммах обозначены S-K-кольцо и субкомпартменты (E-S, E-K и J-K), образуемые при взаимодействии головных доменов между собой. б – Основные конформационные состояния когезина, обнаруженные с помощью микроскопических методов

Скачать (714KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Топологическое взаимодействие когезинового кольца с ДНК. а – Топологическое (1) и псевдотопологическое (2) взаимодействие когезина с ДНК. На пиктограммах с помощью символов ● и + отражено направление прохождения ДНК-нити через плоскость рисунка, серой заливкой обозначено топологическое связывание. б – Методы выявления топологической природы взаимодействия между белковым комплексом и ДНК: анализ устойчивости связывания в буферах с высокой ионной силой (1); анализ чувствительности взаимодействия к протеолитическому расщеплению одной из субъединиц (2); анализ чувствительности к разрыву в молекуле ДНК (3); анализ устойчивости взаимодействия в денатурирующих условиях после ковалентной сшивки белкового кольца при помощи цистеин-специфических сшивающих агентов (BMOE, bBBr) (4). в – Два пути снятия когезинового кольца с ДНК, реализуемые в эукариотических клетках: WAPL-зависимый (1) и протеолитический (2)

Скачать (1MB)
Метаданные
6. Рис. 5. Электростатические взаимодействия когезина с ДНК. а – Два гипотетических пути формирования «ДНК-захвата», предложенных для описания активности когезина S. cerevisiae (1) и Schizosaccharomyces pombe (2). На пиктограммах с помощью символов ● и + отражено направление прохождения ДНК-нити через плоскость рисунка, серой заливкой обозначено топологическое связывание. В парах пиктограмм, на левой отражено образование E-S- и E-K-субкомпартментов и положение ДНК-нитей относительно них, на правой – положение ДНК-нитей относительно S-K-кольца. Пунктирные части RAD21-субъединицы соответствуют областям, в которых путь белковой цепи для ясности рисунка показан условно (в действительности HAWK-субъединицы остаются связанными с RAD21 на всех представленных стадиях). б – Электростатические взаимодействия петлевых доменов когезина с ДНК. Показано три (не взаимоисключающих) сценария: опосредованное NIPBL-субъединицей взаимодействие (1), прямой контакт ДНК с внутренней поверхностью поры петлевых доменов (2) и прямой контакт ДНК с южным полюсом димера петлевых доменов (3). в – Взаимодействие HAWK-B субъединиц когезина (STAG1/2) и конденсина (CAP-G) с ДНК. Пептидная петля, называемая «ремнем безопасности», формируемая клейзиновой субъединицей конденсина (CAP-H), дополнительно стабилизирует связывание HAWK-B субъединицы (CAP-G) с ДНК

Скачать (1MB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024