Новый подход к анализу состояния системы комплемента у больных COVID-19. Пилотные исследования

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Одним из факторов риска при инфекции, вызванной SARS-CoV-2, является гиперактивация системы комплемента, которая может приводить к активации и повреждению эндотелия, тромбозу и, в ряде тяжелых случаев, развитию полиорганной недостаточности. Методом количественной иммуноцитохимии мы исследовали опсонизацию факторами комплемента С3/С3b эндотелиальных клеток пупочной вены человека (HUVEC) при воздействии на них плазмы крови пациентов с подтвержденным диагнозом COVID-19, чтобы оценить возможность использования данного подхода к изучению состояния системы комплемента при COVID-19 ex vivo. Для этих целей были использованы FITC-меченые антитела, специфичные к С3с домену факторов С3/С3b. В качестве параметров для оценки связывания С3/С3b с клетками были выбраны интегральная интенсивность регистрируемой флуоресценции и число С3/С3b- иммунопозитивных структур. Мы показали, что при инкубации HUVEC с плазмой больных общее число C3/C3b-иммунопозитивных структур, регистрируемых на мембране этих клеток, в 5.8±2.8 раз (mean ± SD, p < 0.001) выше, чем при воздействии плазмы здоровых людей. При этом интегральная интенсивность флуоресценции возрастала в 6.3±3.2 раз (mean ± SD, p ≤ 0.0001) по сравнению с контролем. Площадь иммунопозитивных структур, регистрируемых после воздействия на клетки плазмы здоровых доноров и больных COVID-19 и выбранных для анализа, составляла от 2.2 до 70 мкм2. Иммунопозитивные частицы площадью 2.2–10.9 мкм2 после инкубации с плазмой больных COVID-19 имели более вытянутую форму в сравнении с контролем. Среднее число частиц на клетку составляло в контроле 0.49 ± 0.06 (mean±SD, n = 6), при инкубации с плазмой больных 2.4 ± 0.4 (mean ± SD, n = 13 р < 0.001). Анализ распределения частиц по площади показал, что наиболее выраженные отличия в количестве C3/C3b-иммунопозитивных структур в сравнении с контролем наблюдались среди крупных частиц. Таким образом, мы показали рост уровня опсонизации эндотелиальных клеток факторами комплемента С3/С3b в присутствии плазмы больных COVID-19 в сравнении с контрольной плазмой. Прирост обусловлен увеличением числа C3/C3b-иммунопозитивных структур, в большей степени крупных. Мы предполагаем, что разработанный нами подход позволит исследовать роль системы комплемента в повреждении клеток эндотелия сосудов у больных COVID-19 на модели ex vivo, а также оценивать уровень активации комплемента в плазме больных и эффективность их лечения.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

П. П. Авдонин

Институт биологии развития им. Н. К. Кольцова РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: ppavdonin@gmail.com
Россия, 119334, Москва

Л. А. Комлева

Институт биологии развития им. Н. К. Кольцова РАН

Email: ppavdonin@gmail.com
Россия, 119334, Москва

М. С. Блинова

Институт биологии развития им. Н. К. Кольцова РАН

Email: ppavdonin@gmail.com
Россия, 119334, Москва

Е. С. Иванова

ГБУЗ Городская клиническая больница № 52 Департамента здравоохранения города Москвы

Email: ppavdonin@gmail.com
Россия, 123182, Москва

О. Н. Котенко

ГБУЗ Городская клиническая больница № 52 Департамента здравоохранения города Москвы

Email: ppavdonin@gmail.com
Россия, 123182, Москва

Н. Ф. Фролова

ГБУЗ Городская клиническая больница № 52 Департамента здравоохранения города Москвы

Email: ppavdonin@gmail.com
Россия, 123182, Москва

Е. С. Столяревич

ГБУЗ Городская клиническая больница № 52 Департамента здравоохранения города Москвы

Email: ppavdonin@gmail.com
Россия, 123182, Москва

Е. Ю. Рыбакова

Институт биологии развития им. Н. К. Кольцова РАН

Email: ppavdonin@gmail.com
Россия, 119334, Москва

П. В. Авдонин

Институт биологии развития им. Н. К. Кольцова РАН

Email: ppavdonin@gmail.com
Россия, 119334, Москва

Список литературы

  1. Cugno M., Meroni P.L., Gualtierotti R., Griffini S., Grovetti E., Torri A., Lonati P., Grossi C., Borghi M.O., Novembrino C., Boscolo M., Uceda Renteria S.C., Valenti L., Lamorte G., Manunta M., Prati D., Pesenti A., Blasi F., Costantino G., Gori A., Bandera A., Tedesco F., Peyvandi F. 2021. Complement activation and endothelial perturbation parallel COVID-19 severity and activity. J. Autoimmun. 116, 102560. doi: 10.1016/j.jaut.2020.102560
  2. Noris M., Benigni A., Remuzzi G. 2020. The case of complement activation in COVID-19 multiorgan impact. Kidney Int. 98, 314–322. doi: 10.1016/j.kint.2020.05.013
  3. Cugno M., Gualtierotti R., Possenti I., Testa S., Tel F., Griffini S., Grovetti E., Tedeschi S., Salardi S., Cresseri D., Messa P., Ardissino G. 2014. Complement functional tests for monitoring eculizumab treatment in patients with atypical hemolytic uremic syndrome. J. Thromb. Haemost. 12, 1440–1448. doi: 10.1111/jth.12615
  4. Zelek W.M., Harrison R.A. 2023. Complement and COVID-19: Three years on, what we know, what we don’t know, and what we ought to know. Immunobiology. 228, 152393. doi: 10.1016/j.imbio.2023.152393
  5. Afzali B., Noris M., Lambrecht B.N., Kemper C. 2022. The state of complement in COVID-19. Nat. Rev. Immunol. 22, 77–84. doi: 10.1038/s41577–021–00665–1
  6. Avdonin P.P., Markitantova Yu. V., Rybakova E.Yu., Goncharov N.V., Avdonin P.V. 2023. Activation of complement factor C3/ C3b deposition on the endothelial cell surface by histamine as one of the causes of endothelium damage in COVID-19. Biochem. (Mosc.) Suppl. Ser. A Membr. Cell Biol. 17 (Suppl.1), S51–S58. doi: 10.1134/S1990747823070012
  7. Goncharov N.V., Sakharov I., Danilov S.M., Sakandelidze O.G. 1987. [Use of collagenase from the hepatopancreas of the Kamchatka crab for isolating and culturing endothelial cells of the large vessels in man]. Bull. Eksp. Biol. Med. 104, 376–378.
  8. Galbusera M., Noris M., Gastoldi S., Bresin E., Mele C., Breno M., Cuccarolo P., Alberti M., Valoti E., Piras R., Donadelli R., Vivarelli M., Murer L., Pecoraro C., Ferrari E., Perna A., Benigni A., Portalupi V., Remuzzi G. 2019. An ex vivo test of complement activation on endothelium for individualized eculizumab therapy in hemolytic uremic syndrome. Am.J. Kidney Dis. 74, 56–72. doi: 10.1053/j.ajkd.2018.11.012
  9. Noris M., Galbusera M., Gastoldi S., Macor P., Banterla F., Bresin E., Tripodo C., Bettoni S., Donadelli R., Valoti E., Tedesco F., Amore A., Coppo R., Ruggenenti P., Gotti E., Remuzzi G. 2014. Dynamics of complement activation in aHUS and how to monitor eculizumab therapy. Blood. 124, 1715–1726. doi: 10.1182/blood-2014–02–558296
  10. Naß J., Terglane J, Gerke V. 2021. Weibel palade bodies: Unique secretory organelles of endothelial cells that control blood vessel homeostasis. Front. Cell Dev. Biol., 9, 813995. doi: 10.3389/fcell.2021.813995
  11. Del Conde I., Cruz M.A., Zhang H., Lopez J.A., Afshar-Kharghan V. 2005. Platelet activation leads to activation and propagation of the complement system. J. Exp. Med. 201, 871–879. doi: 10.1084/jem.20041497
  12. Cleator J.H., Zhu W.Q., Vaughan D.E., Hamm H.E. 2006. Differential regulation of endothelial exocytosis of P-selectin and von Willebrand factor by protease-activated receptors and cAMP. Blood. 107, 2736–2744. doi: 10.1182/blood-2004–07–2698
  13. Whiss P.A., Andersson R.G., Srinivas U. 1998. Kinetics of platelet P-selectin mobilization: Concurrent surface expression and release induced by thrombin or PMA, and inhibition by the NO donor SNAP. Cell Adhes. Commun. 6, 289–300. doi: 10.3109/15419069809010788
  14. Burns A.R., Bowden R.A., Abe Y., Walker D.C., Simon S.I., Entman M.L., Smith C.W. 1999. P-selectin mediates neutrophil adhesion to endothelial cell borders. J. Leukoc. Biol. 65, 299–306. doi: 10.1002/jlb.65.3.299
  15. Repka-Ramirez M.S. 2003. New concepts of histamine receptors and actions. Curr. Allergy Asthma Rep. 3, 227–231. doi: 10.1007/s11882–003–0044–3
  16. Foreman K.E., Vaporciyan A.A., Bonish B.K., Jones M.L., Johnson K.J., Glovsky M.M., Eddy S.M., Ward P.A. 1994. C5a-induced expression of P-selectin in endothelial cells. J. Clin. Invest. 94, 1147–1155. doi: 10.1172/JCI117430
  17. Khew-Goodall Y., Butcher C.M., Litwin M.S., Newlands S., Korpelainen E.I., Noack L.M., Berndt M.C., Lopez A.F., Gamble J.R., Vadas M.A. 1996. Chronic expression of P-selectin on endothelial cells stimulated by the T-cell cytokine, interleukin-3. Blood. 87, 1432–1438.
  18. Conti P., Caraffa A., Tete G., Gallenga C.E., Ross R., Kritas S.K., Frydas I., Younes A., Di Emidio P., Ronconi G. 2020. Mast cells activated by SARS-CoV-2 release histamine which increases IL-1 levels causing cytokine storm and inflammatory reaction in COVID-19. J. Biol. Regul. Homeost. Agents. 34, 1629–1632. doi: 10.23812/20–2EDIT
  19. Conway E.M., Mackman N., Warren R.Q., Wolberg A.S., Mosnier L.O., Campbell R.A., Gralinski L.E., Rondina M.T., van de Veerdonk F.L., Hoffmeister K.M., Griffin J.H., Nugent D., Moon K., Morrissey J.H. 2022. Understanding COVID-19-associated coagulopathy. Nat. Rev. Immunol. 22, 639–649. doi: 10.1038/s41577–022–00762–9
  20. Campello E., Bulato C., Spiezia L., Boscolo A., Poletto F., Cola M., Gavasso S., Simion C., Radu C.M., Cattelan A., Tiberio I., Vettor R., Navalesi P., Simioni P. 2021. Thrombin generation in patients with COVID-19 with and without thromboprophylaxis. Clin. Chem. Lab. Med. 59, 1323–1330. doi: 10.1515/cclm-2021–0108
  21. Chang Y., Bai M., You Q. 2022. Associations between serum interleukins (IL-1beta, IL-2, IL-4, IL-6, IL-8, and IL-10) and disease severity of COVID-19: A systematic review and meta-analysis. Biomed. Res. Int. 2022, 2755246. doi: 10.1155/2022/2755246
  22. Benard A., Jacobsen A., Brunner M., Krautz C., Klosch B., Swierzy I., Naschberger E., Podolska M.J., Kouhestani D., David P., Birkholz T., Castellanos I., Trufa D., Sirbu H., Vetter M., Kremer A.E., Hildner K., Hecker A., Edinger F., Tenbusch M., Muhl-Zurbes P., Steinkasserer A., Richter E., Streeck H., Berger M.M., Brenner T., Weigand M.A., Swirski F.K., Schett G., Grutzmann R., Weber G.F. 2021. Interleukin-3 is a predictive marker for severity and outcome during SARS-CoV-2 infections. Nat. Commun. 12, 1112. doi: 10.1038/s41467–021–21310–4
  23. Del Valle D.M., Kim-Schulze S., Huang H.H., Beckmann N.D., Nirenberg S., Wang B., Lavin Y., Swartz T.H., Madduri D., Stock A., Marron T.U., Xie H., Patel M., Tuballes K., Van Oekelen O., Rahman A., Kovatch P., Aberg J.A., Schadt E., Jagannath S., Mazumdar M., Charney A.W., Firpo-Betancourt A., Mendu D.R., Jhang J., Reich D., Sigel K., Cordon-Cardo C., Feldmann M., Parekh S., Merad M., Gnjatic S. 2020. An inflammatory cytokine signature predicts COVID-19 severity and survival. Nat. Med. 26, 1636–1643. doi: 10.1038/s41591–020–1051–9
  24. Huang C., Wang Y., Li X., Ren L., Zhao J., Hu Y., Zhang L., Fan G., Xu J., Gu X., Cheng Z., Yu T., Xia J., Wei Y., Wu W., Xie X., Yin W., Li H., Liu M., Xiao Y., Gao H., Guo L., Xie J., Wang G., Jiang R., Gao Z., Jin Q., Wang J., Cao B. 2020. Clinical features of patients infected with 2019 novel coronavirus in Wuhan, China. Lancet. 395, 497–506. doi: 10.1016/S0140–6736(20)30183–5
  25. Bettoni S., Galbusera M., Gastoldi S., Donadelli R., Tentori C., Sparta G., Bresin E., Mele C., Alberti M., Tortajada A., Yebenes H., Remuzzi G., Noris M. 2017. Interaction between Multimeric von Willebrand Factor and Complement: A fresh look to the pathophysiology of microvascular thrombosis. J. Immunol. 199, 1021–1040. doi: 10.4049/jimmunol.1601121
  26. Favaloro E.J., Henry B.M., Lippi G. 2021. Increased VWF and decreased ADAMTS-13 in COVID-19: Creating a milieu for (micro)thrombosis. Semin. Thromb. Hemost. 47, 400–418. doi: 10.1055/s-0041–1727282
  27. McConnell M.J., Kawaguchi N., Kondo R., Sonzogni A., Licini L., Valle C., Bonaffini P.A., Sironi S., Alessio M.G., Previtali G., Seghezzi M., Zhang X., Lee A., Pine A.B., Chun H.J., Zhang X., Fernandez-Hernando C., Qing H., Wang A., Price C., Sun Z., Utsumi T., Hwa J., Strazzabosco M., Iwakiri Y. 2021. Liver injury in COVID-19 and IL-6 trans-signaling-induced endotheliopathy. J. Hepatol. 75, 647–658 doi: 10.1016/j.jhep.2021.04.050
  28. Bernardo A., Ball C., Nolasco L., Moake J.F., Dong J.F. 2004. Effects of inflammatory cytokines on the release and cleavage of the endothelial cell-derived ultralarge von Willebrand factor multimers under flow. Blood. 104, 100–106. doi: 10.1182/blood-2004–01–0107 2004–01–0107
  29. Wagner D.D. 1990. Cell biology of von Willebrand factor. Annu. Rev. Cell Biol. 6, 217–246. doi: 10.1146/annurev.cb.06.110190.001245
  30. Aiello S., Gastoldi S., Galbusera M., Ruggenenti P., Portalupi V., Rota S., Rubis N., Liguori L., Conti S., Tironi M., Gamba S., Santarsiero D., Benigni A., Remuzzi G., Noris M. 2022. C5a and C5aR1 are key drivers of microvascular platelet aggregation in clinical entities spanning from aHUS to COVID-19. Blood Adv. 6, 866–881. doi: 10.1182/bloodadvances.2021005246
  31. Miteva K.T., Pedicini L., Wilson L.A., Jayasinghe I., Slip R.G., Marszalek K., Gaunt H.J., Bartoli F., Deivasigamani S., Sobradillo D., Beech D.J., McKeown L. 2019. Rab46 integrates Ca2+ and histamine signaling to regulate selective cargo release from Weibel-Palade bodies. J. Cell Biol. 218, 2232–2246. doi: 10.1083/jcb.201810118
  32. Law S.K., Levine R.P. 1977. Interaction between the third complement protein and cell surface macromolecules. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 74, 2701–2705. doi: 10.1073/pnas.74.7.2701
  33. Martin M., Blom A.M. 2016. Complement in removal of the dead – balancing inflammation. Immunol. Rev. 274, 218–232. doi: 10.1111/imr.12462

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Связывание С3/С3b клетками HUVEC под воздействием плазмы крови здоровых доноров и больных COVID-19. а – Окрашивание клеток антителами к С3/С3b и ядерным красителем Hoechst 33258 после инкубации с плазмой крови здоровых доноров; б – окрашивание клеток антителами к С3/С3b и ядерным красителем Hoechst 33258 после инкубации с плазмой крови больных COVID-1; в – количество ядер в поле зрения после инкубации клеток с плазмой крови здоровых доноров и больных COVID-19 (p ≥ 0.8); г – среднее количество С3/ С3b-иммунопозитивных частиц на ядро в культуре клеток HUVEC после инкубации с плазмой крови здоровых доноров и больных COVID-19 (***p < 0.001).

Скачать (509KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Распределение C3/C3b-иммунопозитивных структур по количеству и площади в культуре клеток HUVEC после инкубации с плазмой здоровых доноров и больных COVID-19. N – среднее число иммунопозитивных структур заданного диапазона размеров в сканируемом поле зрения, полученное с 12 независимых случайных кадров (p ≤ 0.001).

Скачать (214KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Различия в форме С3/С3b–иммунопозитивных структур, регистрируемых после инкубации клеток HUVEC c плазмой здоровых доноров и больных COVID-19. dFmax – максимальный диаметр Ферета объекта, dFmin – минимальный диаметр Ферета объекта. Форму оценивали по отношению dFmax/dFmin. Чем выше это соотношение, тем более вытянутую форму имеют частицы. Иммунопозитивные частицы площадью 2.2–10.9 мкм2 после инкубации с плазмой больных COVID-19 имели более вытянутую форму в сравнении с контролем (*p < 0.05, **p < 0.01).

Скачать (241KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024