Изучение структуры и функций нуклеосом методом атомно-силовой микроскопии

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Хроматин является эпигенетической платформой для реализации ДНК-зависимых процессов. Нуклеосома, как базовый уровень компактизации хроматина, во многом определяет его свойства и структуру. При изучении структуры и функций нуклеосом активно применяются физикохимические инструменты, такие как магнитный и оптический «пинцеты», «ДНК-шторы», ядерный магнитный резонанс, рентгеноструктурный анализ и криоэлектронная микроскопия, а также оптические методы, основанные на резонансном переносе энергии Ферстера. Несмотря на то что эти подходы позволяют определять широкий спектр структурно-функциональных характеристик хроматина и нуклеосом с высоким пространственным и временным разрешением, атомно-силовая микроскопия (АСМ) дополняет возможности перечисленных методов. В данном обзоре представлены результаты структурных исследований нуклеосом в свете развития метода АСМ. Возможности АСМ рассмотрены в контексте применения других физико-химических подходов.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

А. А. Украинцев

Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: lavrik@niboch.nsc.ru
Россия, Новосибирск

М. М. Кутузов

Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН

Email: lavrik@niboch.nsc.ru
Россия, Новосибирск

О. И. Лаврик

Институт химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН; Новосибирский государственный университет

Email: lavrik@niboch.nsc.ru
Россия, Новосибирск; Новосибирск

Список литературы

  1. Pombo, A., and Dillon, N. (2015) Three-dimensional genome architecture: players and mechanisms, Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 16, 245-257, https://doi.org/10.1038/nrm3965.
  2. Kornberg, R. D., and Thomas, J. O. (1974) Chromatin structure; oligomers of the histones, Science, 184, 865-868, https://doi.org/10.1126/science.184.4139.865.
  3. Olins, A. L., and Olins, D. E. (1974) Spheroid chromatin units (v bodies), Science, 183, 330-332, https://doi.org/10.1126/science.183.4122.330.
  4. Woodcock, C. L., Safer, J. P., and Stanchfield, J. E. (1976) Structural repeating units in chromatin. I. Evidence for their general occurrence, Exp. Cell Res., 97, 101-110, https://doi.org/10.1016/0014-4827(76)90659-5.
  5. Robison, A. D., and Finkelstein, I. J. (2014) High-throughput single-molecule studies of protein-DNA interactions, FEBS Lett., 588, 3539-3546, https://doi.org/10.1016/j.febslet.2014.05.021.
  6. Teif, V. B., and Cherstvy, A. G. (2016) Chromatin and epigenetics: current biophysical views, AIMS Biophys., 3, 88-98, https://doi.org/10.3934/biophy.2016.1.88.
  7. Fierz, B., and Poirier, M. G. (2019) Biophysics of chromatin dynamics, Annu. Rev. Biophys., 48, 321-345, https:// doi.org/10.1146/annurev-biophys-070317-032847.
  8. Vesenka, J., Hansma, H. G., Siegerist, C., Siligardi, G., Schabtach, E., and Bustamante, C. (1992) Scanning force microscopy of circular DNA and chromatin in air and propanol, Scan. Probe Microscop., 1639, 127-137, https:// doi.org/10.1117/12.58189.
  9. Allen, M. J., Dong, X. F., O’Neill, T. E., Yau, P., Kowalczykowski, S. C., Gatewood, J., Balhorn, R., and Bradbury, E. M. (1993) Atomic force microscope measurements of nucleosome cores assembled along defined DNA sequences, Biochemistry, 32, 8390-8396, https://doi.org/10.1021/bi00084a002.
  10. Martin, L. D., Vesenka, J. P., Henderson, E., and Dobbs, D. L. (1995) Visualization of nucleosomal substructure in native chromatin by atomic force microscopy, Biochemistry, 34, 4610-4616, https://doi.org/10.1021/bi00014a014.
  11. Richmond, T. J., Finch, J. T., Rushton, B., Rhodes, D., and Klug, A. (1984) Structure of the nucleosome core particle at 7 Å resolution, Nature, 311, 532-537, https://doi.org/10.1038/311532a0.
  12. Arents, G., Burlingame, R. W., Wang, B. C., Love, W. E., and Moudrianakis, E. N. (1991) The nucleosomal core histone octamer at 3.1 Å resolution: a tripartite protein assembly and a left-handed superhelix, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 88, 10148-10152, https://doi.org/10.1073/pnas.88.22.10148.
  13. Qian, R. L., Liu, Z. X., Zhou, M. Y., Xie, H. Y., Jiang, C., Yan, Z. J., Li, M. Q., Zhang, Y., and Hu, J. (1997) Visualization of chromatin folding patterns in chicken erythrocytes by atomic force microscopy (AFM), Cell Res., 7, 143-150, https://doi.org/10.1038/cr.1997.15.
  14. Lowary, P. T., and Widom, J. (1998) New DNA sequence rules for high affinity binding to histone octamer and sequence-directed nucleosome positioning, J. Mol. Biol., 276, 19-42, https://doi.org/10.1006/jmbi.1997.1494.
  15. Pisano, S., Pascucci, E., Cacchione, S., De Santis, P., and Savino, M. (2006) AFM imaging and theoretical modeling studies of sequence-dependent nucleosome positioning, Biophys. Chem., 124, 81-89, https://doi.org/10.1016/j.bpc.2006.05.012.
  16. Hizume, K., Araki, S., Hata, K., Prieto, E., Kundu, T. K., Yoshikawa, K., and Takeyasu, K. (2010) Nano-scale analyses of the chromatin decompaction induced by histone acetylation, Arch. Histol. Cytol., 73, 149-163, https:// doi.org/10.1679/aohc.73.149.
  17. Filenko, N. A., Kolar, C., West, J. T., Smith, S. A., Hassan, Y. I., Borgstahl, G. E., Zempleni, J., and Lyubchenko, Y. L. (2011) The role of histone H4 biotinylation in the structure of nucleosomes, PLoS One, 6, e16299, https://doi.org/ 10.1371/journal.pone.0016299.
  18. Singh, M. P., Wijeratne, S. S., and Zempleni, J. (2013) Biotinylation of lysine 16 in histone H4 contributes toward nucleosome condensation, Arch. Biochem. Biophys., 529, 105-111, https://doi.org/10.1016/j.abb.2012.11.005.
  19. Montel, F., Castelnovo, M., Menoni, H., Angelov, D., Dimitrov, S., and Faivre-Moskalenko, C. (2011) RSC remodeling of oligo-nucleosomes: an atomic force microscopy study, Nucleic Acids Res., 39, 2571-2579, https://doi.org/10.1093/nar/gkq1254.
  20. Lyubchenko, Y. L. (2014) Centromere chromatin: a loose grip on the nucleosome? Nat. Struct. Mol. Biol., 21, 8, https://doi.org/10.1038/nsmb.2745.
  21. Syed, S. H., Boulard, M., Shukla, M. S., Gautier, T., Travers, A., Bednar, J., Faivre-Moskalenko, C., Dimitrov, S., and Angelov, D. (2009) The incorporation of the novel histone variant H2AL2 confers unusual structural and functional properties of the nucleosome, Nucleic Acids Res., 37, 4684-4695, https://doi.org/10.1093/nar/gkp473.
  22. Würtz, M., Aumiller, D., Gundelwein, L., Jung, P., Schütz, C., Lehmann, K., Tóth, K., and Rohr, K. (2019) DNA accessibility of chromatosomes quantified by automated image analysis of AFM data, Sci. Rep., 9, 12788, https://doi.org/ 10.1038/s41598-019-49163-4.
  23. Ukraintsev, A., Kutuzov, M., Belousova, E., Joyeau, M., Golyshev, V., Lomzov, A., and Lavrik, O. (2023) PARP3 affects nucleosome compaction regulation, Int. J. Mol. Sci., 24, 9042, https://doi.org/10.3390/ijms24109042.
  24. Suskiewicz, M. J., Prokhorova, E., Rack, J. G. M., and Ahel, I. (2023) ADP-ribosylation from molecular mechanisms to therapeutic implications, Cell, 186, 4475-4495, https://doi.org/10.1016/j.cell.2023.08.030.
  25. Sukhanova, M. V., Abrakhi, S., Joshi, V., Pastre, D., Kutuzov, M. M., Anarbaev, R. O., Curmi, P. A., Hamon, L., and Lavrik, O. I. (2016) Single molecule detection of PARP1 and PARP2 interaction with DNA strand breaks and their poly(ADP-ribosyl)ation using high-resolution AFM imaging, Nucleic Acids Res., 44, e60, https://doi.org/10.1093/ nar/gkv1476.
  26. Sukhanova, M. V., Hamon, L., Kutuzov, M. M., Joshi, V., Abrakhi, S., Dobra, I., Curmi, P. A., Pastre, D., and Lavrik, O. I. (2019) A single-molecule atomic force microscopy study of PARP1 and PARP2 recognition of base excision repair DNA intermediates, J. Mol. Biol., 431, 2655-2673, https://doi.org/10.1016/j.jmb.2019.05.028.
  27. Davies, E., Teng, K. S., Conlan, R. S., and Wilks, S. P. (2005) Ultra-high resolution imaging of DNA and nucleosomes using non-contact atomic force microscopy, FEBS Lett., 579, 1702-1706, https://doi.org/10.1016/j.febslet.2005.02.028.
  28. Han, W., Lindsay, S., and Jing, T. (1996) A magnetically driven oscillating probe microscope for operation in liquids, Appl. Phys. Lett., 69, 4111-4113, https://doi.org/10.1063/1.117835.
  29. Karymov, M. A., Tomschik, M., Leuba, S. H., Caiafa, P., and Zlatanova, J. (2001) DNA methylation-dependent chromatin fiber compaction in vivo and in vitro: requirement for linker histone, FASEB J., 15, 2631-2641, https://doi.org/ 10.1096/fj.01-0345com.
  30. Stroh, C., Wang, H., Bash, R., Ashcroft, B., Nelson, J., Gruber, H., Lohr, D., Lindsay, S. M., and Hinterdorfer, P. (2004) Single-molecule recognition imaging microscopy, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 101, 12503-12507, https://doi.org/ 10.1073/pnas.0403538101.
  31. Zhang, M., Chen, G., Kumar, R., and Xu, B. (2013) Mapping out the structural changes of natural and pretreated plant cell wall surfaces by atomic force microscopy single molecular recognition imaging, Biotechnol. Biofuels, 6, 147, https://doi.org/10.1186/1754-6834-6-147.
  32. Wang, H., Bash, R., Lindsay, S. M., and Lohr, D. (2005) Solution AFM studies of human Swi-Snf and its interactions with MMTV DNA and chromatin, Biophys. J., 89, 3386-3398, https://doi.org/10.1529/biophysj.105.065391.
  33. Bash, R., Wang, H., Anderson, C., Yodh, J., Hager, G., Lindsay, S. M., and Lohr, D. (2006) AFM imaging of protein movements: histone H2A-H2B release during nucleosome remodeling, FEBS Lett., 580, 4757-4761, https://doi.org/ 10.1016/j.febslet.2006.06.101.
  34. Bruno, M., Flaus, A., Stockdale, C., Rencurel, C., Ferreira, H., and Owen-Hughes, T. (2003) Histone H2A/H2B dimer exchange by ATP-dependent chromatin remodeling activities, Mol. Cell, 12, 1599-1606, https://doi.org/10.1016/s1097-2765(03)00499-4.
  35. Vicent, G. P., Nacht, A. S., Smith, C. L., Peterson, C. L., Dimitrov, S., and Beato, M. (2004) DNA instructed displacement of histones H2A and H2B at an inducible promoter, Mol. Cell, 16, 439-452, https://doi.org/10.1016/j.molcel. 2004.10.025.
  36. Xu, K., Sun, W., Shao, Y., Wei, F., Zhang, X., Wang, W., and Li, P. (2018) Recent development of PeakForce Tapping mode atomic force microscopy and its applications on nanoscience, Nanotechnol. Rev., 7, 605-621, https:// doi.org/10.1515/ntrev-2018-0086.
  37. McCauley, M. J., Huo, R., Becker, N., Holte, M. N., Muthurajan, U. M., Rouzina, I., Luger, K., Maher, L. J., 3rd, Israeloff, N. E., and Williams, M. C. (2019) Single and double box HMGB proteins differentially destabilize nucleosomes, Nucleic Acids Res., 47, 666-678, https://doi.org/10.1093/nar/gky1119.
  38. Leung, C., Maradan, D., Kramer, A., Howorka, S., Mesquida, P., and Hoogenboom, B. W. (2010) Improved Kelvin probe force microscopy for imaging individual DNA molecules on insulating surfaces, Appl. Phys. Lett., 97, 203703, https://doi.org/10.1063/1.3512867.
  39. Wu, D., Kaur, P., Li, Z. M., Bradford, K. C., Wang, H., and Erie, D. A. (2016) Visualizing the path of DNA through proteins using DREEM imaging, Mol. Cell, 61, 315-323, https://doi.org/10.1016/j.molcel.2015.12.012.
  40. Bradford, K. C., Wilkins, H., Hao, P., Li, Z. M., Wang, B., Burke, D., Wu, D., Smith, A. E., Spaller, L., Du, C., Gauer, J. W., Chan, E., Hsieh, P., Weninger, K. R., and Erie, D. A. (2020) Dynamic human MutSα-MutLα complexes compact mismatched DNA, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 117, 16302-16312, https://doi.org/10.1073/pnas.1918519117.
  41. Adkins, N. L., Swygert, S. G., Kaur, P., Niu, H., Grigoryev, S. A., Sung, P., Wang, H., and Peterson, C. L. (2017) Nucleosome-like, single-stranded DNA (ssDNA)-histone octamer complexes and the implication for DNA double strand break repair, J. Biol. Chem., 292, 5271-5281, https://doi.org/10.1074/jbc.M117.776369.
  42. Guthold, M., Zhu, X., Rivetti, C., Yang, G., Thomson, N. H., Kasas, S., Hansma, H. G., Smith, B., Hansma, P. K., and Bustamante, C. (1999) Direct observation of one-dimensional diffusion and transcription by Escherichia coli RNA polymerase, Biophys. J., 77, 2284-2294, https://doi.org/10.1016/S0006-3495(99)77067-0.
  43. Shlyakhtenko, L. S., Lushnikov, A. Y., and Lyubchenko, Y. L. (2009) Dynamics of nucleosomes revealed by time-lapse atomic force microscopy, Biochemistry, 48, 7842-7848, https://doi.org/10.1021/bi900977t.
  44. Miyagi, A., Ando, T., and Lyubchenko, Y. L. (2011) Dynamics of nucleosomes assessed with time-lapse high-speed atomic force microscopy, Biochemistry, 50, 7901-7908, https://doi.org/10.1021/bi200946z.
  45. Stumme-Diers, M. P., Banerjee, S., Hashemi, M., Sun, Z., and Lyubchenko, Y. L. (2018) Nanoscale dynamics of centromere nucleosomes and the critical roles of CENP-A, Nucleic Acids Res., 46, 94-103, https://doi.org/10.1093/ nar/gkx933.
  46. Sinha, K. K., Gross, J. D., and Narlikar, G. J. (2017) Distortion of histone octamer core promotes nucleosome mobilization by a chromatin remodeler, Science, 355, eaaa3761, https://doi.org/10.1126/science.aaa3761.
  47. Onoa, B., Díaz-Celis, C., Cañari-Chumpitaz, C., Lee, A., and Bustamante, C. (2023) Real-time multistep asymmetrical disassembly of nucleosomes and chromatosomes visualized by high-speed atomic force microscopy, ACS Cent. Sci., 10, 122-137, https://doi.org/10.1021/acscentsci.3c00735.
  48. Kato, S., Takada, S., and Fuchigami, S. (2023) Particle smoother to assimilate asynchronous movie data of high-speed AFM with MD simulations, J. Chem. Theory Comput., 19, 4678-4688, https://doi.org/10.1021/acs.jctc.2c01268.
  49. Bennink, M. L., Leuba, S. H., Leno, G. H., Zlatanova, J., de Grooth, B. G., and Greve, J. (2001) Unfolding individual nucleosomes by stretching single chromatin fibers with optical tweezers, Nat. Struct. Biol., 8, 606-610, https:// doi.org/10.1038/89646.
  50. Gupta, P., Zlatanova, J., and Tomschik, M. (2009) Nucleosome assembly depends on the torsion in the DNA molecule: a magnetic tweezers study, Biophys. J., 97, 3150-3157, https://doi.org/10.1016/j.bpj.2009.09.032.
  51. Andreeva, T. V., Maluchenko, N. V., Sivkina, A. L., Chertkov, O. V., Valieva, M. E., Kotova, E. Y., Kirpichnikov, M. P., Studitsky, V. M., and Feofanov, A. V. (2022) Na+ and K+ ions differently affect nucleosome structure, stability, and interactions with proteins, Microsc. Microanal., 28, 243-253, https://doi.org/10.1017/S1431927621013751.
  52. Ganji, M., Shaltiel, I. A., Bisht, S., Kim, E., Kalichava, A., Haering, C. H., and Dekker, C. (2018) Real-time imaging of DNA loop extrusion by condensing, Science, 360, 102-105, https://doi.org/10.1126/science.aar7831.
  53. Davidson, I. F., Bauer, B., Goetz, D., Tang, W., Wutz, G., and Peters, J. M. (2019) DNA loop extrusion by human cohesin, Science, 366, 1338-1345, https://doi.org/10.1126/science.aaz3418.
  54. Kim, Y., Shi, Z., Zhang, H., Finkelstein, I. J., and Yu, H. (2019) Human cohesin compacts DNA by loop extrusion, Science, 366, 1345-1349, https://doi.org/10.1126/science.aaz4475.
  55. Kong, M., Cutts, E. E., Pan, D., Beuron, F., Kaliyappan, T., Xue, C., Morris, E. P., Musacchio, A., Vannini, A., and Greene, E. C. (2020) Human condensin I and II drive extensive ATP-dependent compaction of nucleosome-bound DNA, Mol. Cell, 79, 99-114, https://doi.org/10.1016/j.molcel.2020.04.026.
  56. Kim, E., Kerssemakers, J., Shaltiel, I. A., Haering, C. H., and Dekker, C. (2020) DNA-loop extruding condensin complexes can traverse one another, Nature, 579, 438-442, https://doi.org/10.1038/s41586-020-2067-5.
  57. Visnapuu, M. L., and Greene, E. C. (2009) Single-molecule imaging of DNA curtains reveals intrinsic energy landscapes for nucleosome deposition, Nat. Struct. Mol. Biol., 16, 1056-1062, https://doi.org/10.1038/nsmb.1655.
  58. Luger, K., Mäder, A. W., Richmond, R. K., Sargent, D. F., and Richmond, T. J. (1997) Crystal structure of the nucleosome core particle at 2.8 Å resolution, Nature, 389, 251-260, https://doi.org/10.1038/38444.
  59. Markert, J. W., Vos, S. M., and Farnung, L. (2023) Structure of the complete S. cerevisiae Rpd3S-nucleosome complex, bioRxiv, https://doi.org/10.1101/2023.08.03.551877.
  60. Van Emmerik, C. L., and van Ingen, H. (2019) Unspinning chromatin: revealing the dynamic nucleosome landscape by NMR, Prog. Nucl. Magn. Reson. Spectrosc., 110, 1-19, https://doi.org/10.1016/j.pnmrs.2019.01.002.
  61. Ackermann, B. E., and Debelouchina, G. T. (2021) Emerging contributions of solid-state NMR spectroscopy to chromatin structural biology, Front. Mol. Biosci., 8, 741581, https://doi.org/10.3389/fmolb.2021.741581.
  62. Shi, X., Kannaian, B., Prasanna, C., Soman, A., and Nordenskiöld, L. (2023) Structural and dynamical investigation of histone H2B in well-hydrated nucleosome core particles by solid-state NMR, Commun. Biol., 6, 672, https:// doi.org/10.1038/s42003-023-05050-3.
  63. Melters, D. P., Neuman, K. C., Bentahar, R. S., Rakshit, T., and Dalal, Y. (2023) Single molecule analysis of CENP-A chromatin by high-speed atomic force microscopy, Elife, 12, e86709, https://doi.org/10.7554/eLife.86709.
  64. Heenan, P. R., and Perkins, T. T. (2019) Imaging DNA equilibrated onto mica in liquid using biochemically relevant deposition conditions, ACS Nano, 13, 4220-4229, https://doi.org/10.1021/acsnano.8b09234.
  65. Sanchez, H., Kertokalio, A., van Rossum-Fikkert, S., Kanaar, R., and Wyman, C. (2013) Combined optical and topographic imaging reveals different arrangements of human RAD54 with presynaptic and postsynaptic RAD51-DNA filaments, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 110, 11385-11390, https://doi.org/10.1073/pnas.1306467110.
  66. Rahman, M., Boggs, Z., Neff, D., and Norton, M. (2018) The Sapphire (0001) Surface: a transparent and ultraflat substrate for DNA nanostructure imaging, Langmuir, 34, 15014-15020, https://doi.org/10.1021/acs.langmuir.8b01851.
  67. Johnson, A. S., Nehl, C. L., Mason, M. G., and Hafner, J. H. (2003) Fluid electric force microscopy for charge density mapping in biological systems, Langmuir, 19, 10007-10010, https://doi.org/10.1021/la035255f.
  68. Gramse, G., Gomila, G., and Fumagalli, L. (2012) Quantifying the dielectric constant of thick insulators by electrostatic force microscopy: effects of the microscopic parts of the probe, Nanotechnology, 23, 205703, https:// doi.org/10.1088/0957-4484/23/20/205703.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Структура нуклеосомной частицы (PDB ID: 1KX5). Приведена пространственная структура нуклеосомы в виде ленточной диаграммы в двух проекциях

Скачать (1MB)
Метаданные
3. Рис. 2. Схематичное изображение режимов сканирования АСМ на примере прибора с нижним расположением пьезо-сканера. а – Контактный режим сканирования; б – полуконтактный режим сканирования; в – бесконтактный режим сканирования; г – электростатическая АСМ. ОС – обратная связь; ЭВМ – электронная вычислительная машина; AC – переменный электрический ток; DC – постоянный электрический ток

Скачать (1MB)
Метаданные
4. Рис. 3. Изображения, полученные в полуконтактном режиме АСМ. а – Нуклеосома; б – нуклеосомы с белком PARP3

Скачать (638KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Кластер нуклеосомных частиц [37]. На АСМ-изображении представлены три кластера нуклеосомных частиц. Отмечены две линии (1, 2). На вставке в верхнем левом углу приведены профили высоты для каждой линии (1 и 2) вдоль измеренного расстояния. Первый профиль (черная линия) пересекает ДНК и показывает высоту и ширину двухцепочечной ДНК. Второй профиль (красная линия) пересекает идентифицированную нуклеосому

Скачать (2MB)
Метаданные
6. Рис. 5. Топографические изображения нуклеосом с помощью АСМ и DREEM [39]. Топографические (а, 1; б, 1), изображения фазы DREEM (а, 2; б, 2) и амплитуды DREEM (а, 3; б, 3) нуклеосом, показывающие, как молекула ДНК оборачивается вокруг гистонов один раз. в – Топографические (1) и DREEM-фазовые изображения нуклеосомы (2), показывающие, что ДНК дважды оборачивается вокруг нуклеосомы. На вставках показаны профили высоты вдоль линии, проведенной через нуклеосому на топографических (в, 1) и DREEM изображениях (в, 2). Две точки на графиках соответствуют положениям двух точек, показанных на линии, которые отмечают положение пиков, соответствующих ДНК на изображении DREEM. Схематичные модели ДНК, обертывающей гистоны, показаны на каждом изображении DREEM (модели не в масштабе). Кристаллическая структура нуклеосомы, наложенная на изображение DREEM-фазы, показана на вставке к фазовому изображению на панели (в, 2)

Скачать (1004KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Топографические АСМ- и DREEM-изображения комплексов репарации ошибочно спаренных нуклеотидов на ДНК длиной 2 т.п.н., содержащей ошибочно спаренные нуклеотиды GT [39]. а – Пространственная модель кристаллической структуры Taq MutS (создана из PDB: 1EWQ). Субъединицы A, B и ДНК окрашены в синий, золотой и голубой цвета соответственно. MutS изгибает ДНК примерно на 60° при прохождении через канал связывания ДНК. б – Топографические АСМ (б, 1), а также DREEM-фазовые (б, 2) и амплитудные (б, 3) изображения комплекса Taq MutS–ДНК. в – Наложение модели комплекса на АСМ-изображения (в, 1) и рядом с фазовыми изображениями (в, 2). г – Топографические АСМ-изображения (г, 1) и DREEM-фаза (г, 2 и 3) большого комплекса MutSα–MutLα–ДНК, содержащего ~10 белков. Путь ДНК идентифицирован как области с наибольшим снижением величины сигналов DREEM, по сравнению с одним белком, и отмечен на вставке (г, 3) синим цветом; ММ – ожидаемое положение ошибочно спаренных нуклеотидов

Скачать (3MB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024