Фермент CYP74B34 моркови (Daucus carota) с двойной активностью гидропероксидлиазы и эпоксиалкогольсинтазы: выявление и биохимические свойства

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Липоксигеназный каскад растений является источником окисленных производных жирных кислот – оксилипинов, которые играют важную роль в регуляторных процессах, а также при формировании ответных реакций на воздействие стрессовых факторов. Одними из самых распространенных ферментов липоксигеназного каскада являются 13-специфичные гидропероксидлиазы (ГПЛ, синоним «гемиацетальсинтазы») подсемейства CYP74B. В настоящей работе описано обнаружение и клонирование гена CYP74B34 моркови (Daucus carota L.), а также описание биохимических свойств соответствующего рекомбинантного фермента. Фермент CYP74B34 проявляет активность в отношении 9- и 13-гидроперекисей линолевой (9-ГПОД и 13-ГПОД соответственно) и α-линоленовой (9-ГПОТ и 13-ГПОТ соответственно) кислот. CYP74B34 специфически превращает 9-ГПОТ и 13-ГПОТ в альдокислоты (продукты ГПЛ). Превращение 13-ГПОД приводит к образованию альдокислот (в качестве основных продуктов) и эпоксиспиртов (в качестве минорных продуктов). Эпоксиспирты являются продуктами активности эпоксиалкогольсинтазы (ЭАС). В то же время в случае превращения 9-ГПОД основными продуктами являются эпоксиспирты, а минорными – альдокислоты. Таким образом, фермент CYP74B34 является первым описанным у моркови ферментом с двойной активностью ГПЛ и ЭАС. Присутствие соответствующих каталитических активностей подтверждено результатами анализа профилей оксилипинов корней молодых проростков и зрелых растений. Кроме того, в работе описаны результаты замены аминокислотного остатка в одном из каталитически важных сайтов.

Об авторах

Я. Ю. Топоркова

ФИЦ «Казанский научный центр РАН»

Автор, ответственный за переписку.
Email: kibmail@kibb.knc.ru

Казанский институт биохимии и биофизики

Россия, 420111 Казань

С. С. Горина

ФИЦ «Казанский научный центр РАН»

Email: kibmail@kibb.knc.ru

Казанский институт биохимии и биофизики

Россия, 420111 Казань

Т. М. Ильина

ФИЦ «Казанский научный центр РАН»

Email: kibmail@kibb.knc.ru

Казанский институт биохимии и биофизики

Россия, 420111 Казань

Н. В. Ланцова

ФИЦ «Казанский научный центр РАН»

Email: kibmail@kibb.knc.ru

Казанский институт биохимии и биофизики

Россия, 420111 Казань

А. Н. Гречкин

ФИЦ «Казанский научный центр РАН»

Email: kibmail@kibb.knc.ru

Казанский институт биохимии и биофизики

Россия, 420111 Казань

Список литературы

  1. Grechkin, A. N. (1998) Recent developments in biochemistry of the plant lipoxygenase pathway, Prog. Lipid Res., 37, 317-352, https://doi.org/10.1016/S0163-7827(98)00014-9.
  2. Lee, D.-S., Nioche, P., Hamberg, M., and Raman, C. S. (2008) Structural insights into the evolutionary paths of oxylipin biosynthetic enzymes, Nature, 455, 363-368, https://doi.org/10.1038/nature07307.
  3. Brodhun, F., and Feussner, I. (2011) Oxylipins in fungi, FEBS J., 278, 1047-1063, https://doi.org/10.1111/j.1742-4658.2011.08027.x.
  4. Barbosa, M., Valentão, P., and Andrade, P. B. (2016) Biologically active oxylipins from enzymatic and nonenzymatic routes in macroalgae, Mar. Drugs, 14, 23, https://doi.org/10.3390/md14010023.
  5. Jiang, Z.-D., and Gerwick, W. H. (1997) Novel oxylipins from the temperate red alga Polyneura latissima: evidence for an arachidonate 9(S)-lipoxygenase, Lipids, 32, 231-235, https://doi.org/10.1007/s11745-997-0029-9.
  6. Calder, P. C. (2020) Eicosanoids, Essays Biochem., 64, 423-441, https://doi.org/10.1042/EBC20190083.
  7. Halliwell, B., and Gutteridge, J. M. C. (2015) Free Radicals in Biology and Medicine, Oxford University Press, USA, https://doi.org/10.1093/acprof:oso/9780198717478.001.0001.
  8. Göbel, C., and Feussner, I. (2009) Methods for the analysis of oxylipins in plants, Phytochemistry, 70, 1485-1503, https://doi.org/10.1016/j.phytochem.2009.07.040.
  9. Kuhn, H., Banthiya, S., and Van Leyen, K. (2015) Mammalian lipoxygenases and their biological relevance, Biochim. Biophys. Acta, 1851, 308-330, https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2014.10.002.
  10. Toporkova, Y. Y., Smirnova, E. O., and Gorina, S. S. (2024) Epoxyalcohol synthase branch of lipoxygenase cascade, Curr. Issues Mol. Biol., 46, 821-841, https://doi.org/10.3390/cimb46010053.
  11. Feussner, I., and Wasternack, C. (2002) The lipoxygenase pathway, Annu. Rev. Plant Biol., 53, 275-297, https://doi.org/10.1146/annurev.arplant.53.100301.135248.
  12. Nelson, D. R., Goldstone, J. V., and Stegeman, J. J. (2013) The cytochrome P450 genesis locus: the origin and evolution of animal cytochrome P450s, Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci., 368, 20120474, https://doi.org/10.1098/rstb.2012.0474.
  13. Savchenko, T. V., Zastrijnaja, O. M., and Klimov, V. V. (2014) Oxylipins and plant abiotic stress resistance, Biochemistry (Moscow), 79, 362-375, https://doi.org/10.1134/S0006297914040051.
  14. Toporkova, Y. Y., Fatykhova, V. S., Gogolev, Y. V., Khairutdinov, B. I., Mukhtarova, L. S., and Grechkin, A. N. (2017) Epoxyalcohol synthase of Ectocarpus siliculosus. First CYP74-related enzyme of oxylipin biosynthesis in brown algae, Biochim. Biophys. Acta, 1761, 1419-1428, https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2016.11.007.
  15. Toporkova, Y. Y., Gorina, S. S., Mukhitova, F. K., Hamberg, M., Ilyina, T. M., Mukhtarova, L. S., and Grechkin, A. N. (2017) Identification of CYP443D1 (CYP74 clan) of Nematostella vectensis as a first cnidarian epoxyalcohol synthase and insights into its catalytic mechanism, Biochim. Biophys. Acta, 1862(10 Pt A), 1099-1109, https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2017.07.015.
  16. Горина С. С., Топоркова Я. Ю., Мухтарова Л. Ш., Гречкин А. Н. (2019) Цитохром CYP443C1 (клан CYP74) актинии Nematostella vectensis – первый фермент Metazoa, проявляющий двойную активность гидропероксидлиазы и эпоксиалкогольсинтазы, Доклады Академии наук, 486, 384-388, https://doi.org/10.31857/S0869-56524863384-388.
  17. Toporkova, Y. Y., Smirnova, E. O., Lantsova, N. V., Mukhtarova, L. S., and Grechkin, A. N. (2021) Detection of the first epoxyalcohol synthase/allene oxide synthase (CYP74 clan) in the lancelet (Branchiostoma belcheri, Chordata), Int. J. Mol. Sci., 22, 4737, https://doi.org/10.3390/ijms22094737.
  18. Smirnova, E. O., Lantsova, N. V., Hamberg, M., Toporkova, Y. Y., and Grechkin, A.N. (2024) The versatile CYP74 clan enzyme CYP440A19 from the European lancelet Branchiostoma lanceolatum biosynthesizes novel macrolactone, epoxydiene, and related oxylipins, Biochim. Biophys. Acta, 1869, 159507, https://doi.org/10.1016/ j.bbalip.2024.159507.
  19. Hansen, C. C., Nelson, D. R., Moller, B. L., Werck-Reichhart, D. (2021) Plant cytochrome P450 plasticity and evolution, Mol. Plant., 14, 1244-1265, https://doi.org/10.1016/j.molp.2021.06.028.
  20. Toporkova, Y. Y., Smirnova, E. O., Iljina, T. M., Mukhtarova, L. S., Gorina, S. S., and Grechkin, A. N. (2020) The CYP74B and CYP74D divinyl ether synthases possess a side hydroperoxide lyase and epoxyalcohol synthase activities that are enhanced by the site-directed mutagenesis, Phytochemistry, 179, 112512, https://doi.org/10.1016/j.phytochem.2020.112512.
  21. Ono, E., Handa, T., Koeduka, T., Toyonaga, H., Tawfik, M. M., Shiraishi, A., Murata, J., and Matsui, K. (2016) CYP74B24 is the 13-hydroperoxide lyase involved in biosynthesis of green leaf volatiles in tea (Camellia sinensis), Plant Physiol. Biochem., 98, 112-118, https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2015.11.016.
  22. Matsui, K., Shibutani, M., Hase, T., and Kajiwara, T. (1996) Bell pepper fruit fatty acid hydroperoxide lyase is a cytochrome P450 (CYP74B), FEBS Lett., 394, 21-24, https://doi.org/10.1016/0014-5793(96)00924-6.
  23. Matsui, K., Ujita, C., Fujimoto, S.H., Wilkinson, J., Hiatt, B., Knauf, V., Kajiwara, T., and Feussner, I. (2000) Fatty acid 9-and 13-hydroperoxide lyases from cucumber, FEBS Lett., 481, 183-188, https://doi.org/10.1016/S0014-5793(00)01997-9.
  24. Matsui, K., Wilkinson, J., Hiatt, B., Knauf, V., and Kajiwara, T. (1999) Molecular cloning and expression of Arabidopsis fatty acid hydroperoxide lyase, Plant Cell Physiol., 40, 477-481, https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.pcp.a029567.
  25. Matsui, K., Miyahara, C., Wilkinson, J., Hiatt, B., Knauf, V., and Kajiwara, T. (2000) Fatty acid hydroperoxide lyase in tomato fruits: cloning and properties of a recombinant enzyme expressed in Escherichia coli, Biosci. Biotechnol. Biochem., 64, 1189-1196, https://doi.org/10.1271/bbb.64.1189.
  26. Kandzia, R., Stumpe, M., Berndt, E., Szalata, M., Matsui, K., and Feussner, I. (2003) On the specificity of lipid hydroperoxide fragmentation by fatty acid hydroperoxide lyase from Arabidopsis thaliana, J. Plant Physiol., 160, 803-809, https://doi.org/10.1078/0176-1617-01026.
  27. Noordermeer, M. A., van Dijken, A. J., Smeekens, S. C., Veldink, G. A., and Vliegenthart, J. F. (2000) Characterization of three cloned and expressed 13-hydroperoxide lyase isoenzymes from alfalfa with unusual N-terminal sequences and different enzyme kinetics, Eur. J. Biochem., 267, 2473-2482, https://doi.org/10.1046/j.1432-1327.2000.01283.x.
  28. Howe, G. A., Lee, G. I., Itoh, A., Li, L., and DeRocher, A. E. (2000) Cytochrome P450-dependent metabolism of oxylipins in tomato. Cloning and expression of allene oxide synthase and fatty acid hydroperoxide lyase, Plant Physiol., 123, 711-724, https://doi.org/10.1104/pp.123.2.711.
  29. Tijet, N., Waspi, U., Gaskin, D. J., Hunziker, P., Muller, B. L., Vulfson, E. N., Slusarenko, A., Brash, A. R., and Whitehead, I. M. (2000) Purification, molecular cloning, and expression of the gene encoding fatty acid 13-hydroperoxide lyase from guava fruit (Psidium guajava), Lipids, 35, 709-720, https://doi.org/10.1007/s11745-000-0577-z.
  30. Noordermeer, M. A., Veldink, G. A., and Vliegenthart, J. F. (2001) Fatty acid hydroperoxide lyase: a plant cytochrome P450 enzyme involved in wound healing and pest resistance, Chembiochem, 2, 494-504, https://doi.org/10.1002/1439-7633(20010803)2:7/8<494::AID-CBIC494>3.0.CO;2-1.
  31. Toporkova, Y. Y., Askarova, E. K., Gorina, S. S., Ogorodnikova, A. V., Mukhtarova, L. S., and Grechkin, A. N. (2020) Epoxyalcohol synthase activity of the CYP74B enzymes of higher plants, Biochim. Biophys. Acta, 1865, 158743, https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2020.158743.
  32. Tijet, N., Schneider, C., Muller, B. L., and Brash, A. R. (2001) Biogenesis of volatile aldehydes from fatty acid hydroperoxides: molecular cloning of a hydroperoxide lyase (CYP74C) with specificity for both the 9- and 13-hydroperoxides of linoleic and linolenic acids, Arch. Biochem. Biophys., 386, 281-289, https://doi.org/10.1006/abbi.2000.2218.
  33. Mita, G., Quarta, A., Fasano, P., De Paolis, A., Di Sansebastiano, G. P., Perrotta, C., Iannacone, R., Belfield, E., Hughes, R., Tsesmetzis, N., Casey, R., and Santino, A. (2005) Molecular cloning and characterization of an almond 9-hydroperoxide lyase, a new CYP74 targeted to lipid bodies, J. Exp. Bot., 56, 2321-2333, https://doi.org/10.1093/jxb/eri225.
  34. Grechkin, A. N., Brühlmann, F., Mukhtarova, L. S., Gogolev, Y. V., and Hamberg, M. (2006) Hydroperoxide lyases (CYP74C and CYP74B) catalyze the hemolytic isomerization of fatty acid hydroperoxides into hemiacetals, Biochim. Biophys. Acta, 1761, 1419-1428, https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2006.09.002.
  35. Hughes, R. K., Belfield, E. J., Muthusamay, M., Khan, A., Rowe, A., Harding, S. E., Fairhurst, S. A., Bornemann, S., Ashton, R., Thorneley, R. N. F., and Casey, R. (2006) Characterization of Medicago truncatula (barrel medic) hydroperoxide lyase (CYP74C3), a water-soluble detergent-free cytochrome P450 monomer whose biological activity is defined by monomer-micelle association, Biochem. J., 395, 641-652, https://doi.org/10.1042/BJ20051667.
  36. Wan, X.-H., Chen, S.-X., Wang, C.-Y., Zhang, R.-R., Cheng, S.-Q., Meng, H.-W., and Shen, X.-Q. (2013) Isolation, expression, and characterization of a hydroperoxide lyase gene from cucumber, Int. J. Mol. Sci., 14, 22082-22101, https://doi.org/10.3390/ijms141122082.
  37. Toporkova, Y. Y., Gorina, S. S., Bessolitsyna, E. K., Smirnova, E. O., Fatykhova, V. S., Brühlmann, F., Ilyina, T. M., Mukhtarova, L. S., and Grechkin, A. N. (2018) Double function hydroperoxide lyases/epoxyalcohol synthases (CYP74C) of higher plants: identification and conversion into allene oxide synthases by site-directed mutagenesis, Biochim. Biophys. Acta, 1863, 369-378, https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2018.01.002.
  38. Tanaka, M., Koeduka, T., and Matsui, K. (2021) Green leaf volatile-burst in Selaginella moellendorffii, Front Plant Sci., 12, 731694, https://doi.org/10.3389/fpls.2021.731694.
  39. Toporkova, Y. Y., Askarova, E. K., Gorina, S. S., Mukhtarova, L. S., and Grechkin, A. N. (2022) Oxylipin biosynthesis in spikemoss Selaginella moellendorffii: Identification of allene oxide synthase (CYP74L2) and hydroperoxide lyase (CYP74L1), Phytochemistry, 195, 113051, https://doi.org/10.1016/j.phytochem.2021.113051.
  40. Kuroda, H., Oshima, T., Kaneda, H., and Takashio, M. (2005) Identification and functional analyses of two cDNAs that encode fatty acid 9-/13-hydroperoxide lyase (CYP74C) in rice, Biosci. Biotechnol. Biochem., 69, 1545-1554, https://doi.org/10.1271/bbb.69.1545.
  41. Li, Y., and Wei, K. (2020) Comparative functional genomics analysis of cytochrome P450 gene superfamily in wheat and maize, BMC Plant Biol., 20, 93, https://doi.org/10.1186/s12870-020-2288-7.
  42. Stumpe, M., Bode, J., Göbel, C., Wichard, T., Schaaf, A., Frank, W., Frank, M., Reski, R., Pohnert, G., and Feussner, I. (2006) Biosynthesis of C9-aldehydes in the moss Physcomitrella patens, Biochim. Biophys. Acta, 1761, 301-312, https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2006.03.008.
  43. Gorina, S. S., Mukhitova, F. K., Ilyina, T. M., Toporkova, Y. Y., and Grechkin, A. N. (2019) Detection of unprecedented allene oxide synthase member of CYP74B subfamily: CYP74B33 of carrot (Daucus carota), Biochim. Biophys. Acta, 1864, 1580-1590, https://doi.org/10.1016/j.bbalip.2019.07.004.
  44. Wilson, R. A., Gardner, H. W., and Keller, N. P. (2001) Cultivar-dependent expression of a maize lipoxygenase responsive to seed infesting fungi, Mol. Plant Microbe Iinteract., 14, 980-987, https://doi.org/10.1094/MPMI.2001.14.8.980.
  45. Kumar, S., Stecher, G., and Tamura, K. (2016) MEGA7: Molecular Evolutionary Genetics Analysis version 7.0 for bigger datasets, Mol. Biol. Evol., 33, 1870-1874, https://doi.org/10.1093/molbev/msw054.
  46. Zuckerkandl, E., and Pauling, L. (1965) Evolutionary divergence and convergence in proteins (Bryson, V., and Vogel, H. J., eds) Evolving Genes and Proteins, Academic Press, New York, pp. 97-166, https://doi.org/10.1016/B978-1-4832-2734-4.50017-6.
  47. Felsenstein, J. (1985) Confidence limits on phylogenies: an approach using the bootstrap, Evolution, 39, 783-791, https://doi.org/10.1111/j.1558-5646.1985.tb00420.x.
  48. Zoller, M. J., and Smith, M. (1982) Oligonucleotide-directed mutagenesis using M13-derived vectors: an efficient and general procedure for the production of point mutations in any fragment of DNA, Nucleic Acids Res., 10, 6487-6500, https://doi.org/10.1093/nar/10.20.6487.
  49. Toporkova, Y. Y., Gogolev, Y. V., Mukhtarova, L. S., and Grechkin, A. N. (2008) Determinants governing the CYP74 catalysis: conversion of allene oxide synthase into hydroperoxide lyase by site-directed mutagenesis, FEBS Lett., 582, 3423-3428, https://doi.org/10.1016/j.febslet.2008.09.005.
  50. Schenkman, J. B., and Jansson, I. (2006) Spectral analyses of cytochromes P450, Cytochrome P450 protocols, Humana Press, Totowa, NJ, pp. 11-18, https://doi.org/10.1385/1-59259-998-2:11.
  51. Werck-Reichhart, D., and Feyereisen, R. (2000) Cytochromes P450: a success story, Genome Biol., 1, REVIEWS3003, https://doi.org/10.1186/gb-2000-1-6-reviews3003.
  52. Mukhtarova, L. S., Mukhitova, F. K., Gogolev, Y. V., and Grechkin, A. N. (2011) Hydroperoxide lyase cascade in pea seedlings: non-volatile oxylipins and their age and stress dependent alterations, Phytochemistry, 72, 356-364, https://doi.org/10.1016/j.phytochem.2011.01.013

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Приложение
Скачать (557KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024