Сравнительная характеристика липидома Cycas revoluta и Cycas rumphii (Cycadaceae)

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Проведен целевой липидомный анализ четырех классов мембранных глицеролипидов у двух видов саговниковых из рода Cycas – C. revoluta и C. rumphii. Анализ молекулярного разнообразия основных фосфолипидов, являющихся компонентами внехлоропластных мембран, выявил архаичные черты, включая высокий уровень молекулярных форм, содержащих С18:1 жирные кислоты (типично для Ginkgo biloba), увеличенное относительное содержание молекулярных форм с нечетными жирными кислотами С17:0 и С19:0 (типично для несеменных растений). Вместе с тем анализ молекулярного разнообразия гликолипидов, являющихся компонентами мембран хлоропластов, не обнаружил принципиальных отличий от большинства семенных растений, что свидетельствует о более высокой консервативности липидов фотосинтетического аппарата. Выявленные особенности молекулярного состава глицеролипидов двух видов Cycas свидетельствуют о перспективности использования данных липидомики для таксономических и филогенетических исследований. При этом наибольшего внимания заслуживают данные по молекулярному составу глицеролипидов из класса фосфатидилхолинов, для которых продемонстрирована наибольшая гетерогенность и видоспецифичность.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

Е. Р. Котлова

Ботанический институт им. В.Л. Комарова РАН

Автор, ответственный за переписку.
Email: kotlova@yandex.ru
Россия, ул. Проф. Попова, 2, Санкт-Петербург, 197022

С. В. Сеник

Ботанический институт им. В.Л. Комарова РАН

Email: kotlova@yandex.ru
Россия, ул. Проф. Попова, 2, Санкт-Петербург, 197022

И. В. Козлова

Ботанический институт им. В.Л. Комарова РАН

Email: kotlova@yandex.ru
Россия, ул. Проф. Попова, 2, Санкт-Петербург, 197022

Е. Б. Серебряков

Санкт-Петербургский государственный университет

Email: kotlova@yandex.ru
Россия, Университетская наб., 7/9, Санкт-Петербург, 199034

Список литературы

  1. Adams K.J., Pratt B., Bose N., Dubois L.G., St. John-Williams L., Perrott K.M., Ky K., Kapahi P., Sharma V., MacCoss M.J., Moseley M.A., Colton C.A., MacLean B.X., Schilling B., Thompson J.W. 2020. Alzheimer’s Disease Metabolomics Consortium. Skyline for Small Molecules: A Unifying Software Package for Quantitative Metabolomics. – J. Proteome Res. 19: 1447–1458.
  2. Benning C., Huang Z.H., Gage D.A. 1995. Accumulation of a novel glycolipid and a betaine lipid in cells of Rhodobacter sphaeroides grown under phosphate limitation. – Arch. Biochem. Biophys. 317: 103–111.
  3. Bligh E.G., Dyer W.J. 1959. A rapid method of total lipid extraction and purification. – Can. J. Biochem. Physiol. 37(8): 911–917.
  4. Coiro M., Allio R., Mazet N., Seyfullah L.J., Condamine F.L. 2023. Reconciling fossils with phylogenies reveals the origin and macroevolutionary processes explaining the global cycad biodiversity. – New Phytol. 240(4): 1616–1635. https://doi.org/10.1111/nph.19010
  5. Engel P., Vizcaino M.I., Crawford J.M. 2015. Gut symbionts from distinct hosts exhibit genotoxic activity via divergent colibactin biosynthesis pathways. – Appl. Environ. Microbiol. 81(4): 1502–12.
  6. [Frolova et al.] Фролова, Г.М.; Котлова, Е.Р.; Сокорнова, С.В.; Сеник, С.В.; Шаварда, А.Л.; Мишарев, А.Д.; Берестецкий, А.О. 2021. Патогенные свойства и липидный состав мицелия в процессе роста глубинной культуры гриба Stagonospora cirsii ВИЗР 1.41. – Прикладная биохимия и микробиология. 57(2): 152–162.
  7. Geltman D.V., Shavarda A.L., Kotlova E.R., Medvedeva N.A., Sazanova K.V., Puzanskii R.K., Petrova N.V., Pavlova N.I. 2016. Metabolomic approach to the study of the biodiversity of the genus Euphorbia (Euphorbiaceae). – International conference “Innovative approaches to conservation of biodiversity” dedicated to the 80th anniversary of the Institute of botany, Azerbaijan National Academy of Sciences: Conference program and abstract book. Baku. P. 17.
  8. Harayama T., Riezman H. 2018. Understanding the diversity of membrane lipid composition. – Mol. Cell Biol. 19: 281–296.
  9. Hashidoko Y., Nishizuka H., Tanaka M., Murata K., Murai Y., Hashimoto M. 2019. Isolation and characterization of 1-palmitoyl-2-linoleoyl-sn-glycerol as a hormogonium-inducing factor (HIF) from the coralloid roots of Cycas revoluta (Cycadaceae). – Sci. Rep. 9(1): 4751.
  10. He C., Peng B., Dan Y., Peng Y., Xiao P. 2014. Chemical taxonomy of tree peony species from China based on root cortex metabolic fingerprinting. – Phytochemistry. 107: 69–79.
  11. Kaur B., Sandhu K.S., Kamal R., Kaur K., Singh J., Röder M.S., Muqaddasi Q.H. 2021. Omics for the improvement of abiotic, biotic, and agronomic traits in major cereal crops: applications, challenges, and prospects. – Plants (Basel). 10(10): 1989.
  12. [Kiseleva, Kotlova] Киселева М.А., Котлова Е.Р. 2008. Влияние длительного фосфорного голодания на мембранные липиды свободноживущей и симбиотических зеленых водорослей рода Pseudococcomyxa. – Бот. журн. 93(1): 88–97. https://elibrary.ru/item.asp?id=53907222
  13. Kotlova E.R., Senik S.V., Manzhieva B.S., Kiyashko A.A., Shakhova N.V., Puzansky R.K., Volobuev S.V., Misharev A.D., Serebryakov E.B., Psurtseva N.V. 2022. Diversity of ESI-MS based phosphatidylcholine profiles in basidiomycetes. – J. Fungi. 8(2): 177.
  14. Kotlova E.R., Senik S.V., Pozhvanov G.A., Prokopiev I.A., Boldyrev I.A., Manzhieva B.S., Amigud E Ya., Khakulova A.A., Serebryakov E.B. 2024. Uptake and metabolic conversion of exogenous phosphatidylcholines depending on their acyl chain structure in Arabidopsis thaliana. – Int. J. Mol. Sci. 25(1): 89.
  15. [Kotlova et al.] Котлова Е.Р., Петрова Н.В., Медведева Н.А., Виноградская М.А., Пузанский Р.К., Сазанова К.В., Гельтман Д.В., Шаварда А.Л. 2018. Внутрипопуляционная изменчивость метаболома Euphorbia palustris L. (Euphorbiaceae) в зависимости от фенологической фазы. – Растит. Ресурсы. 54(4): 128–155.
  16. Lange M., Angelidou G., Ni Z., Criscuolo A., Schiller J., Bluher M., Fedorova M. 2021. AdipoAtlas: A reference lipidome for human white adipose tissue. – Cell Reports Medicine. 2: 100407.
  17. Liebisch G., Fahy E., Aoki J., Dennis E.A., Durand T., Ejsing C.S., Fedorova M., Feussner I., Griffiths W.J., Köfeler H., Merrill A.H. Jr, Murphy R.C., O’Donnell V.B., Oskolkova O., Subramaniam S., Wakelam M.J.O., Spener F. 2020. Update on LIPID MAPS classification, nomenclature, and shorthand notation for MS-derived lipid structures. – J Lipid Res. 61(12): 1539–1555. https://doi.org/10.1194/jlr.S120001025
  18. Liu Y., Wang S., Li L., Yang T., Dong S., Wei T., Wu S., Liu Y., Gong Y., Feng X., Ma J., Chang G., Huang J., Yang Y., Wang H., Liu M., Xu Y., Liang H., Yu J., Cai Y., Zhang Z., Fan Y., Mu W., Sahu S.K., Liu S., Lang X., Yang L., Li N., Habib S., Yang Y., Lindstrom A.J., Liang P., Goffinet B., Zaman S., Wegrzyn J.L., Li D., Liu J., Cui J., Sonnenschein E.C., Wang X., Ruan J., Xue J.Y., Shao Z.Q., Song C., Fan G., Li Z., Zhang L., Liu J., Liu Z.J., Jiao Y., Wang X.Q., Wu H., Wang E., Lisby M., Yang H., Wang J., Liu X., Xu X., Li N., Soltis P.S., Van de Peer Y., Soltis D.E., Gong X., Liu H., Zhang S. 2022. The Cycas genome and the early evolution of seed plants. – Nat. Plants. 8(4): 389–401.
  19. Messina A., Walsh N.G., Hoebee S.E., Green P.T. 2013. A morphological assessment of the Olearia phlogopappa complex (Asteraceae: Astereae). – Australian Systematic Botany. 26: 31–80.
  20. Messina A., Walsh N.G., Hoebee S.E., Green P.T. 2014. A revision of Olearia section Asterotriche (Asteraceae: Asterae). – Australian Systematic Botany. 27: 199–240.
  21. Messina A., Callahan D.L., Walsh N.G., Hoebee S., Green P. 2021. Testing the boundaries of closely related daisy taxa using metabolomic profiling. – La Trobe. Journal contribution. https://doi.org/10.26181/60246df54da75
  22. Nokhsorov V.V., Senik S.S., Sofronova E.V., Kotlova E.R., Misharev A.D., Chirikova N.K., Dudareva L.V. 2022. Role of lipids of the evergreen shrub Ephedra monosperma in adaptation to low temperature in the cryolithozone. – Plants. 12(1): 15.
  23. Ohlrogge J., Thrower N., Mhaske V., Stymne S., Baxter M., Yang W., Liu J., Shaw K., Shorrosh B., Zhang M., Wilkerson C., Matthäus B. 2018. PlantFAdb: a resource for exploring hundreds of plant fatty acid structures synthesized by thousands of plants and their phylogenetic relationships. – Plant J. 96(6): 1299–1308.
  24. [Petrova et al.] Петрова Н.В., Шаварда А.Л., Медведева Н.А., Гельтман Д.В., Котлова Е.Р., Сазанова К.В., Пузанский Р.К. 2023. Профайлинговый скрининг 55 видов рода Euphorbia L. (Euphorbiaceae) для их оценки как потенциальных источников эллаговой кислоты. – Химия раст. сырья. 1: 87–100.
  25. Price E.J., Wilkin P., Sarasan V., Fraser P.D. 2016. Metabolite profiling of Dioscorea (yam) species reveals underutilised biodiversity and renewable sources for high-value compounds. – Sci Rep. 6: 29136.
  26. Reynolds T. 2007. The evolution of chemosystematics. – Phytochemistry. 68: 2887–2895.
  27. Reynolds T. 2005. Hemlock alkaloids from Socrates to poison aloes. – Phytochemistry. 66: 1399–1406.
  28. Řezanka T., Kolouchova I., Gharwalova L., Palyzová A., Sigler K. 2018. Lipidomic analysis: from archaea to mammals. – Lipids. 53: 5–25. https://doi.org/10.1002/lipd.12001
  29. [Sazanova et al.] Сазанова К.В., Котлова Е.Р., Пузанский Р.К., Медведева Н.А., Виноградская М.А., Петрова Н.В., Павлова Н.И., Гельтман Д.В., Шаварда А.Л. 2019. Динамика метаболома листьев растений рода Euphorbia (Euphorbiaceae) при смене фенологических фаз. – Бот. журн. 104(6): 967–978. https://doi.org/10.1134/S0006813619060127
  30. [Senik et al.] Сеник С.В., Котлова Е.Р., Новиков А.В., Шаварда А.Л., Псурцева Н.В. 2012. Образование диацилглицерилтриметилгомосеринов в поверхностной культуре базидиомицета Flammulina velutipes. – Микробиология. 81(5): 578–586.
  31. Senik S.V., Maloshenok L.G., Kotlova E.R., Shavarda A.L., Moiseenko K.V., Bruskin S.A., Koroleva O.V., Psurtseva N.V. 2015. Diacylglyceryltrimethylhomoserine content and gene expression changes triggered by phosphate deprivation in the mycelium of the basidiomycete Flammulina velutipes. – Phytochemistry. 117: 34–42.
  32. Senik S.V., Manzhieva B.S., Maloshenok L.G., Serebryakov E.B., Bruskin S.A., Kotlova E.R. 2023. Heterogeneous distribution of phospholipid molecular species in the surface culture of Flammulina velutipes: new facts about lipids containing α-linolenic fatty acid. – Journal of Fungi (Basel). 9(1): 102.
  33. Sharanya C.S., Sabu A., Haridas M. 2020. Plant metabolomics: current status and prospects. – In: Plant metabolites: methods, applications and Prospects. Springer, Singapore. P. 1–22.
  34. Suárez-Moo P.J., Vovides A.P., Griffith M.P., Barona-Gómez F., Cibrián-Jaramillo A. 2019. Unlocking a high bacterial diversity in the coralloid root microbiome from the cycad genus Dioon. – PLoS One. 14(2): e0211271.
  35. Tugizimana F., Mhlongo M.I., Piater L.A., Dubery I.A. 2018. Metabolomics in Plant Priming Research: The Way Forward? – Int J Mol Sci. 19(6): 1759.
  36. Xie L., Zhang T., Zheng L., Xie D., Jin J., Wang X. Jin Q. 2021. Chemical compositions and oxidative stabilities of Ginkgo biloba kernel oils from four cultivated regions in China. – J. Am. Oil. Chem. Soc. 98: 541–550.
  37. Zidorn C. 2019. Plant chemophenetics – A new term for plant chemosystematics/plant chemotaxonomy in the macro-molecular era. – Phytochemistry. 163: 147–148. https://doi.org/10.1016/j.phytochem.2019.02.013

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Состав молекулярных форм фосфолипидов Cycas revoluta (серые столбцы) и С. rumphii (белые столбцы). Эксперимент проведен в трех повторностях (n = 3), бары обозначают стандартное отклонение.

Скачать (594KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Состав молекулярных форм гликолипидов Cycas revoluta (серые столбцы) и С. rumphii (белые столбцы). Эксперимент проведен в трех повторностях (n = 3), бары обозначают стандартное отклонение.

Скачать (426KB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024